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Chlorophyllfluoreszenz

Phänomen der Lichtabsorption von Chlorophyll

Die Chlorophyllfluoreszenz ist ein Phänomen der Lichtabsorption von Chlorophyll. Bei der photochemischen Umwandlung von Photonen (Lichtquanten) in chemische Energie (siehe Elektronentransportkette) kommt es wie bei allen physikalisch-chemischen Umwandlungsprozessen zu einer Verlustleistung, beim Chlorophyll nicht nur in Form von Wärme, sondern auch Fluoreszenz und Phosphoreszenz.[1]

Fluoreszenz von Chlorophyll unter UV-Licht

Über die Chlorophyllfluoreszenz lässt sich die Photosyntheseaktivität zerstörungsfrei messen, auch per Fernerkundung:[2] Man kann Aussagen zum Zustand des Photosystem II machen, die Stressphysiologie der Pflanzen untersuchen, Waldschäden kartieren und den Effekt der CO2-Düngung abschätzen.[2]

Mechanismus

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Mikroskopische Aufnahmen eines Blattes des Mooses Plagiomnium undulatum. Oben Hellfeldmikroskopie und unten eine Fluoreszenzmikroskopische Aufnahme. Das Chlorophyll in den Chloroplasten fluoresziert rot.

Die Absorption von sichtbarem Licht (Wellenlängenbereich ca. 400–700 Nanometer) wird in photosynthetisch aktiven Zellen von der Emission von Schwachlicht im längerwelligen Bereich begleitet. Diese Fluoreszenz wird durch die Abstrahlung von Lichtenergie durch angeregte Chlorophyll a Moleküle ausgelöst und folgt innerhalb von Nanosekunden auf die Anregung dieser Moleküle durch eingestrahltes Licht. Bei Raumtemperatur gelten nahezu ausschließlich die Chlorophylle des Photosystems II, insbesondere des Reaktionszentrums P 680 und die hierzu gehörenden Antennenchlorophylle, als Auslöser.[3][4]

Pigmentmoleküle werden durch die Absorption von Lichtenergie energetisch angeregt. Bei Chlorophyll erzeugt eine Anregung im Blaulichtbereich den energiereichen zweiten Singulettzustand, eine Anregung im längerwelligen (Rotlicht-)Bereich den ersten Singulettzustand. Der energiereichere zweite Singulettzustand kann unter Abgabe von Wärmeenergie in den ersten Singulettzustand übergehen. Die Energie des ersten Singulettzustands kann sowohl für die Energieübertragung (Excitonentransfer) zwischen den Chlorophyllmolekülen der Antenne als auch im Reaktionszentrum P 680 für die photochemische Elektronenübertragung auf den Primärakzeptor Q („Quencher“) verwendet werden. Der erste Singulettzustand kann jedoch auch durch Fluoreszenz oder Wärmeabgabe in den Grundzustand des Chlorophyllmoleküls zurückfallen. Alternativ findet mit einer gewissen Wahrscheinlichkeit unter geringerer Wärmeabgabe der Übergang in den Triplettzustand statt, der ein Energieniveau zwischen erstem Singulettzustand und Grundzustand einnimmt. Dieser langlebige, aber reaktive Zustand kann durch weitere Wärmeabgabe oder Phosphoreszenz oder durch Energietransfer auf Carotinoide[5] wieder Chlorophyll im Grundzustand regenerieren.

Triplettchlorophyll kann seine Energie aber auch auf Sauerstoff übertragen, wodurch reaktiver Singulettsauerstoff entsteht.[6][7] Diese hochreaktive Sauerstoffspezies bildet mit Doppelbindungssystemen Peroxide und kann damit Photoinhibition (Lichthemmung) hervorrufen. Dieser Prozess verursacht bei mittelfristiger Lichteinwirkung eine längerfristig wirksame Verminderung der CO2-Aufnahme.[8][9]

Kinetische Untersuchung

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Fluoreszenz-Messgrößen

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 : Grundfluoreszenz (Minimalfluoreszenz, konstante Fluoreszenz oder Dunkelfluoreszenz). Diese Fluoreszenz tritt nach Einstrahlung des schwachen Messlichts auf; sie entstammt Chlorophyll a Molekülen der Antenne. Es wird davon ausgegangen, dass die Anregungsenergie (Excitonen) die Reaktionszentren nicht erreichen. Daher sind alle P 680 Reaktionszentren „offen“ (dunkeladaptiert), d. h. der zugehörige Elektronenakzeptor Q bleibt oxidiert.[10]

 : Die maximale Fluoreszenz wird durch einen kurzen Sättigungslichtimpulses zusätzlich zum Messlicht hervorgerufen. Alle Reaktionszentren P 680 liegen in „geschlossenem“ Zustand vor, alle zugehörigen Elektronenakzeptoren Q sind vollständig oxidiert.

  und  : Die variable Fluoreszenz   wird durch das Einschalten des aktinischen Dauerlichtes ausgelöst (Kautsky-Effekt).[11] Sie entsteht durch aktinisches Licht an den Reaktionszentren von Photosystem II. Sie steigt zunächst zur Peakfluoreszenz   an, der Elektronenakzeptor Q liegt entsprechend teilweise reduziert vor. Durch das Anlaufen des Elektronentransports auf Photosystem I und NADP+ sinkt die variable Fluoreszenz wieder ab. Ein zweites, niedrigeres Maximum entsteht beim Anlaufen der NADPH verbrauchenden Stoffwechselzyklen. Im Fließgleichgewicht (steady state) der Photosynthese, nach ca. 30 Minuten, ist   konstant.

  ist die Differenz  .

 : In Gegenwart von Dauerlicht und laufendem Elektronentransport liefern Sättigungspulse eine verminderte Fluoreszenzausbeute. Da infolge von Sättigungspulsen alle Elektronenakzeptoren Q in reduzierter Form vorliegen, liegt hier eine Fluoreszenzlöschung (Quenching) auf nichtphotochemischem Wege vor.   erreicht parallel zu   das Fließgleichgewicht.

Alle Fluoreszenzmessgrößen werden in relativen Fluoreszenzeinheiten angegeben.[12]

Abgeleitete Fluoreszenzparameter

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Photochemische Fluoreszenzlöschung („photochemical quenching“)   ist ein Maß für die Aktivität des Elektronenflusses über Photosystem II und wird berechnet als  .

Nicht-photochemische Fluoreszenzlöschung („non-photochemical quenching“)   ist ein Maß für die Verminderung der Fluoreszenz, die vom Elektronenflusses über Photosystem II unabhängig sind, berechnet als  .

Analog zu den obigen Gleichungen wurden zwei weitere Fluoresszenzlöschungsmechanismen definiert:[13]

Der Koeffizient  , berechnet als  , ist ein Maß für die Verminderung der Fluoreszenz durch Mechanismen, die verhindern, dass ein Teil der Reaktionszentren durch aktinisches Licht angeregt werden können.

Der Koeffizient   ist ein Maß für die Verminderung der durch aktinisches Licht hervorgerufenen Fluoreszenz durch Elektronentransportprozesse, berechnet als  .

Mechanismen der Fluoreszenzlöschung („Quenching“)

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Prozesse, die die Fluoreszenz vermindern, werden als Fluoreszenzlöschung bezeichnet; unter normalen Umweltbedingungen werden nur wenige Prozent der eingestrahlten Lichtenergie als Fluoreszenz abgestrahlt. Fluoreszenzlöschende Prozesse vermindern die Anzahl der angeregten Chlorophyllmoleküle im ersten Singulettzustand und setzen damit auch die Anzahl der Chlorophyllmoleküle im Triplettzustand herab. Prinzipiell kann dies auf zwei Wegen erreicht werden: Durch eine Verminderung der Anregung von Chlorophyllmolekülen in den ersten Singulettzustand oder durch vermehrte Abführung von Energie aus dem ersten Singulettzustand.[14] Alle Vorgänge, die die Lichtabsorption und die Lichtleitung (Excitonentransfer) beeinflussen, üben einen Effekt auf die Bildung von angeregtem Chlorophyll im Photosystem II aus. Die Ausrichtung des lichtabsorbierenden Systems im Blatt zur Lichtquelle (Paraheliotropismus) beeinflusst die Quantennutzung der Photosynthese.[15][16]

In den Chloroplasten kann eine Verschiebung des äußeren, mobilen Antennenkomplexes[17] vom Photosystem II weg, aus den Granabereichen heraus in Bereiche des Stroma, wo Photosystem I vorliegt, die Fluoreszenz vermindern, da Photosystem I nicht fluoresziert. Der mobile Antennenkomplex ändert dabei seine Zusammensetzung.[18] Diese „Photosynthetische Kontrolle“ wird durch den Redoxzustand der Elektronentransport-kette ausgelöst; ein ähnlicher Prozess, das sogenannte „spillover“ von Anregungsenergie von Photosystem II zu Photosystem I, beruht nicht auf der Verschiebung des Antennenkomplexes, sondern auf der Verfügbarkeit von Magnesium im Chloroplasten.

Die Fluoreszenz kann auch durch „high-energy-quenching“ bzw. „pH-dependent quenching“ vermindert werden.[19][20] Mit dieser nichtphotochemischen Fluoreszenzlöschung ist die Hemmung der ATP-Bildung an der ATPase verbunden; möglicherweise erfolgt die Regulation über die Konzentrationen an ADP, Phosphat[21] oder Reduktionsäquivalente (Thioredoxin).[22][23][24] Der Anstieg des Protonengradienten über die Thylakoidmembran verursacht eine Rückkoppelung[25] wodurch es im Photosystem II und ggf. auch am Cytochrom b/f-Komplex zu einer Wärmefreisetzung kommt.[26][27]

Bei der Abnahme der Fluoreszenz entstehen im Photosystem II Reaktionszentren, die im Unterschied zu funktionsfähigen Reaktionszentren die Energie vermehrt in Wärme umwandeln.[28][29][30] Als Ursache ist eine pH-abhängige Oxidation von Chlorophyll beschrieben worden[31]; weiterhin deutet nach einem Überangebot an Lichtenergie der dreiphasige Verlauf der Relaxationskinetik der Fluoreszenz[32] darauf hin, dass der pH-abhängige Xanthophyllzyklus[33][34][35] bei einigen Pflanzenarten zur Entwertung der überschüssigen Lichtenergie beiträgt.[36]

Die Umwandlung von Lichtenergie in Wärme kann auch durch die Hemmung der Wasserspaltung verursacht werden.[37][38] Der Excitonentransfer und die Elektronenübertragung vom Wasser bei der Anregung bzw. Regeneration von P 680 mit der gleichen Geschwindigkeit erfolgen wie der Elektronentransfer auf den Akzeptor Q. Bei Hemmung der Wasserspaltung akkumuliert positiv geladenes P680.

Die Photochemie trägt unter normalen Umständen zu einem großen Teil zur Löschung der Fluoreszenz bei. Die Energie des ersten Singulettzustandes wird genutzt, um Elektronen auf den oxidierten Akzeptor Q (Quencher) zu übertragen. Neben dem linearen Elektronentransport vom Photosystem II zum Photosystem I scheint dabei um Photosystem II zyklischer Elektronentransport möglich zu sein.[39][40][41]

Siehe auch

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Literatur

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  • D. Ernst u. E. Schulze: Chlorophyll determination in the field by fluorometry. in: Archiv für Hydrobiologie Beih. 16, 1982, S. 55–61
  • B. Georgi, E. Schulze u. D. Ernst: Fluorometric chlorophyll estimation of various algal populations. In: Developments in Hydrobiology 3, 1980, S. 27–32
  • H. Kautsky u. U. Franck: Chlorophyllfluoreszenz und Kohlensäureassimilation, 9.–12. Mitteilung. In: Biochemische Zeitschrift 315, 1943, S. 10–232
  • G. Krause u. E. Weis: Chlorophyll fluorescence as a tool in plant physiology II, interpretation of fluorescence signals. In: Photosynthesis Research 5, 1984, S. 139–157
  • H. Lichtenthaler et al.: Application of chlorophyll fluorescence in ecophysiology. In: Radiation and Environmental Biophysics 25, 1986, S. 297–308
  • G. Papageorgiou: Chlorophyll fluorescence: an intrinsic probe of photosynthesis. In: Bioenergetics of Photosynthesis. Academic Press New York 1975
  • H. Schneckenburger u. M. Frenz: Time-resolved fluorescence of conifers exposed to environmental pollutants. In: Radiation and Environmental Biophysics 25, 1986, S. 289–295
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Einzelnachweise

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  1. ↑ Albert L. Lehninger: Prinzipien der Biochemie, de Gruyter, Berlin 1987, S. 714
  2. ↑ a b S. Wang, W. Ju, J. Peñuelas et al.: Urban−rural gradients reveal joint control of elevated CO2 and temperature on extended photosynthetic seasons. Nature Ecology & Evolution 3, 2019, doi:10.1038/s41559-019-0931-1 (freier Volltext).
  3. ↑ G. H. Krause and E. Weis, Chlorophyll fluorescence as a tool in plant physiology II. Interpretation of fluorescence signals, Photosynthesis Research 5 (1984) 139-157 doi:10.1007/BF00028527
  4. ↑ C. Buschmann und K. Grumbach, Physiologie der Photosynthese, Springer, Berlin 1985, ISBN 3-540-15145-1
  5. ↑ Norman I. Krinsky, Carotenoid protection against oxidation, Pure & Applied Chemistry 51 (1979) 646-660 doi:10.1351/pac197951030649
  6. ↑ B. Röder: Biologische Bedeutung aktivierter Sauerstoffspezies, Biologische Rundschau 25 (1987) 273-284.
  7. ↑ D. Siefermann-Harms, The light-harvesting and protective functions of carotenoids in Photosynthetic membranes, Physiol. Plantarum 69 (1987) 561-568 doi:10.1111/j.1399-3054.1987.tb09240.x
  8. ↑ D. J. Kyle and I. Ohad, The mechanism of photoinhibition in higher plants and green algae. In: Photosynthesis III. L. A. Staehelin and C. J. Arntzen, eds., Encyclopedia of plant physiology, new series, vol. 19, Springer, Berlin 1986
  9. ↑ C. Critchley, Photoinhibition, Photosynthetica 22 (1988)133-134
  10. ↑ Schreiber U., Schliwa, U. und Bilger W., Continuous recording of photochemical and non-photochemical chlorophyll fluorescence quenching with a new type of modulation fluorimeter, Photosynthesis Research 10 (1986) 51-62 doi:10.1007/BF00024185
  11. ↑ Kautsky H. und Franck, U., Chlorophyllfluoreszenz und Kohlensäureassimilation, Apparatur zur Messung rascher Lumineszenzveränderungen geringer Intensität, Biochemische Zeitschrift, 315 (1943) 139-155
  12. ↑ Thomas Stuhlfauth, Dieter F. Sültemeyer, Stefanie Weinz, and Heinrich P. Fock: Fluorescence quenching in a water stressed C3 plant, Digitalis lanata. Plant Physiology (1988) 86, 0246-0250 doi:10.1104/pp.86.1.246.
  13. ↑ Thomas Stuhlfauth, Ralph Scheuermann, and Heinrich P. Fock: Light energy dissipation under water stress conditions. Plant Physiology (1990) 92, 1053-1061 doi:10.1104/pp.92.4.1053.
  14. ↑ G. H. Krause, Photoinhibition of photosynthesis. An evaluation of damaging and protective mechanisms, Physiologia plantarum 74 (1988) 566-574 doi:10.1111/j.1399-3054.1988.tb02020.x
  15. ↑ M. M. Ludlow and O. Björkman, Paraheliotropic leaf movement in Siratro as a protective mechanism against drought-induced damage to primary photosynthetic reactions: damage by excessive light and heat, Planta 1984 505-518 doi:10.1007/BF00407082
  16. ↑ D. C. Fork, S. Bose and S. K. Herbert, Radiationless transitions as a protection mechanism against photoinhibition in higher plants and a red alga, Photosynthesis Research 1986 327-333 doi:10.1007/BF00391239
  17. ↑ A. N. Glazer and A. Mehlis, Photochemical reaction centers: structure, organisation and function, Annual Review of Plant Physiology 38 (1987) 11-45 doi:10.1146/annurev.pp.38.060187.000303
  18. ↑ R. Bassi, G. M. Giacometti and D. J. Simpson: Changes in the organisation of stroma membranes induced by in vivo state 1 – state 2 transition, Biochimica et Biophysica Acta, 935 (1988) 152-165
  19. ↑ G. H. Krause, Photoinhibition of photosynthesis – An evaluation of damaging and protective mechanisms, Physiologica plantarum 74 (1988) 566-574 doi:10.1111/j.1399-3054.1988.tb02020.x
  20. ↑ G. H. Krause, H. Laasch and E. Weis: Regulation of thermal dissipation of absorbed light energy in chloroplasts indicated by energy dependent fluorescence quenching, Plant Physiol. Biochem. 26 (1988) 445-452
  21. ↑ P. Q. Quick and J. D. Mills: Changes in the apparent affinity of CF0 -CF1 for its substrates during photophosphorylation, Biochimica et Biophysica Acta 932 (1988) 232-239
  22. ↑ K. P. Hangarter, P. Grandoni and D. R. Ort: The effects of chloroplast coupling factor reduction on the energetics of activation and on the energetics and efficiency of ATP formation, The Journal of Biological Chemistry 262 (1987) 13513-13519
  23. ↑ H. Strotmann, S. Kleefeld and D. Lohse: Control of ATP hydrolysis in chloroplasts, FEBS Letters 221 (1987) 265-269
  24. ↑ R. Scheibe, NADP+-malate dehydrogenase in C3 plants: regulation and role of a light-activated enzyme, Physiologica plantarum 71 (1987) 393-400 doi:10.1111/j.1399-3054.1987.tb04362.x
  25. ↑ G. H. Krause, C. Vernotte and J. M. Briantais: Photochemical quenching of chlorophyll fluorescence in intact chloroplasts and algae – resolution in two components, Biochimica et Biophysica Acta 679 (1982) 116-124
  26. ↑ U. Schreiber and K. G. Rienits: ATP-induced photochemical quenching of variable chlorophyll fluorescence, FEBS Letters 211 (1987) 99-104
  27. ↑ U. Heber, S. Neimanis and K. J. Dietz, Fractional control of photosynthesis by the Qb protein, the cytochrome f/b6 complex and other components of the photosynthetic apparatus, Planta 173 (1988) 267-274 doi:10.1007/BF00403020
  28. ↑ E. Weis, J. T. Ball and J. Berry, Photosynthetic control of electron transport in leaves of Phaseolus vulgaris: Evidence for regulation of photosystem 2 by the proton gradient, in: Progress in photosynthesis research, vol. 2, Dordrecht (1987) 553-556 J. Biggins and M. Nijhoff, editors
  29. ↑ E. Weis and J. A. Berry: Quantum efficiency of photosystem II in relation to energy-dependent quenching of chlorophyll fluorescence, Biochemica et Biophysica Acta 894 (1987) 198-208
  30. ↑ D. T. Sharkey, J. A. Berry and R. F. Sage, Regulation of photosynthetic electron transport in Phaseolus vulgaris L. as determined by room-temperature chlorophyll a fluorescence, Planta 176 (1988) 415-424 doi:10.1007/BF00395423
  31. ↑ J. N. O’Sullivan T. M. Wardley and M. J. Dalling: A causal link between galaktolipase and chlorophyll oxidase in wheat leaf chloroplasts, Journal of Plant Physiology 131 (1987) 393-404
  32. ↑ B. Demmig, K. Winter, A. Krüger and F. C. Czygan: Photoinhibition and zeaxanthin formation in intact leaves, Plant Physiology 84 (1987) 218-224 doi:10.1104/pp.84.2.218
  33. ↑ H. Y. Yamamoto, Biochemistry of the violaxanthin cycle in higher plants, Pure & Applied Chemistry 51 (1987) 639-648 doi:10.1351/pac197951030639
  34. ↑ A. Hager, The reversible light-induced conversions of xanthopylls in the chloroplast. In: Pigments in plants, 2nd edition, Fischer, Stuttgart (1980) 57-79, F. C. Czygan editor
  35. ↑ E. Pfündel and R. J. Strasser, Violaxanthin de-epoxidase in etiolated leaves, Photosynthesis Research 15 (1988) 67-73 doi:10.1007/BF00054989
  36. ↑ B. Demmig, K. Winter, A. Krüger and F. C. Czygan, Zeaxanthin and the heat dissipation of excess light energy in Nerium oleander exposed to a combination of high light and water stress, Plant Physiology 87 (1988) 17-24 doi:10.1104/pp.87.1.17
  37. ↑ Govindjee, W. J. S. Downton, D. C. Fork and P. A. Armond: Chlorophyll a fluorescence transient as an indicator of water potential of leaves. Plant Science Letters 20 (1981) 191-194
  38. ↑ J. J. PlijterS. E. Albers, J. P. F. Barends, M. J. Vos and H. J. van Gorkom: Oxygen release may limit the rate of photosynthetic electron transport, Biochimica et Biophysica Acta 935 (1988) 299-311
  39. ↑ U. Heber, MR Kirk and N. K. Boardman: Photoreactions of cytochrome b 559 and cyclic electron flow in photosystem II of intact chloroplasts, Biochimica et Biophysica Acta 546 (1979) 292-306
  40. ↑ C. Neubauer and U. Schreiber: The polyphasic rise of chlorophyll fluorescence upon onset of strong continuous illumination. I. Saturation characteristics and partial control by photosystem II acceptor side. In: Zeitschrift für Naturforschung C. 42, 1987, S. 1246–1254 (PDF, freier Volltext).
  41. ↑ S. W. McCauley, A. Melis, G. M. S. Tang and D. I. Arnon: Protonophores induce plastochinol oxidation and quench chloroplast fluorescence, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 84 (1987) 8424-8428
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