Variabilité pré-analytique en pathologie clinique animale

La pathologie clinique animale est la discipline concernant les analyses hématologiques, biochimiques et cytologiques utilisées en médecine vétérinaire. Comme en médecine humaine, ces analyses nécessitent des prélèvements sanguins, urinaires, salivaires, fécaux, etc. dont la réalisation, la phase préanalytique, peut être responsable de différentes anomalies susceptibles de causer des erreurs de diagnostic ou de nécessiter de refaire les prélèvements.

La majeure partie des analyses sont effectuées sur le sang, le sérum et des plasmas nécessitant des prélèvements faits dans des conditions très variables dans des espèces différentes (depuis les poissons jusqu’aux mammifères) selon qu’il s’agit d’animaux de compagnie, de sport, de production, de laboratoire, de zoos, voire d’animaux sauvages. Les spécimens ainsi collectés sont ensuite acheminés vers les laboratoires où ils sont préparés après des délais de transport variables dans des conditions différentes selon les équipements et les infrastructures et où ils sont éventuellement stockés plus ou moins longtemps. Des différences similaires sont également rencontrées pour les prélèvements d’autres spécimens : urine principalement, de plus en plus salive, fèces, et également poils, liquides d’épanchement, liquides de lavage broncho-alvéolaire, liquide cérébrospinal, etc.

Chaque animal est lui-même, en dehors de l’affection éventuelle qui justifie les analyses, une source de variabilité due à son alimentation, au stress des prélèvements qui impliquent souvent une contention ferme voire l’anesthésie des sujets, aux éventuelles interférences de traitements médicamenteux, aux rythmes biologiques de nombreux analytes, aux conditions d’élevage et/ou d’environnement, au travail ou aux efforts sportifs, etc.

Les facteurs de variation pré-analytiques sont plus nombreux qu’en biologie médicale humaine et il est donc nécessaire de connaître leur existence pour penser à les observer, les documenter, essayer de les éviter lorsque c’est possible ou pour en tenir compte afin d’éviter des erreurs dans l’interprétation des résultats comme cela est illustré dans les exemples suivants.

Importance de la pathologie clinique vétérinaire et de la phase pré-analytique

La pathologie clinique vétérinaire « est une spécialité qui met l’accent sur le développement, l’application et l’interprétation des procédures de diagnostic de laboratoire pour la surveillance de la santé animale et le diagnostic, pronostic, traitement et la surveillance des maladies animales. Elle s’applique principalement aux animaux de compagnie, de production et de laboratoire mais aussi à la faune sauvage, aux animaux aquatiques et de zoo »^[1]. Elle recouvre trois disciplines de la biologie médicale humaine : hématologie, biochimie et cytologie. C’est l’une des spécialités vétérinaires reconnues par le Ministère de l’Agriculture et de l’Alimentation^[2], ainsi que par les collèges de spécialistes vétérinaires nord-américain (ASVCP)^[3] et européen (ESVCP)^[4].

La phase préanalytique comporte une « série d’étapes commençant chronologiquement par la prescription des analyses par le clinicien, comprenant sa demande d’analyse, la préparation du patient, le prélèvement du spécimen, l’acheminement jusqu’au laboratoire et au sein du laboratoire et finissant au début de la procédure analytique »^[5]. Elle est suivie des phases analytique et post-analytique, cette dernière consistant en la validation, l'édition et l'interprétation des résultats.

Moteur de recherche de facteurs de variation pré-analytiques en pathologie clinique animale^[6][1]

La phase préanalytique est soumise à de très nombreuses causes de variation susceptibles d’affecter les résultats des analyses, comme cela a été répertorié en biologie médicale humaine^[7] dans des ouvrages ou articles de synthèse ou en pathologie clinique animale dans des articles de synthèse^[8]^,^[9]^,^[10] ou une base de données interrogeable par analyte, par espèce et par effet recherché sur un site web gratuit (cf. image ci-contre)^[6] ou sur des sites universitaires comme celui de l’Université de Cornell aux USA^[11]. En biologie médicale humaine, la phase préanalytique est majoritairement contrôlée par les personnels professionnels des laboratoires de biologie médicale ; malgré cela, on considère qu’elle est responsable de la majorité des erreurs de laboratoire^[12] bien que des efforts internationaux soient faits pour les réduire^[13]^,^[14]. La situation est plus difficile en pathologie clinique vétérinaire où la phase préanalytique doit s’adapter à des conditions très variées, depuis un hôpital vétérinaire aux conditions voisines de la biologie médicale humaine jusqu’à des élevages en plein air, des zoos, des centres de recherches, la mer, des environnements divers pour les animaux sauvages.

Analyses sanguines : sang total, sérum, plasmas

Préparation de l'animal

En biologie médicale humaine, en dehors des situations d'urgence, on choisit en général d'effectuer un prélèvement sanguin veineux le matin chez des sujets au calme, à la diète depuis la veille, notamment pour éviter les variations de certains constituants lors de le digestion d'un repas^[15]. Cela est également possible en pathologie clinique animale pour les animaux domestiques, de laboratoire et de zoos, mais :

une diète pendant la nuit n'a pas le même effet pour les espèces nocturnes et les espèces diurnes (cf. variations nychtémérales);
une diète d'une dizaine/douzaine d'heures est trop longue pour les petites espèces, comme les souris^[16];
la mise à la diète est impossible pour toutes les espèces sauvages qui subissent de plus le stress lié à la capture et à l'immobilisation avant le prélèvement.

Effets de la diète

Chez les mammifères monogastriques, la digestion des aliments entraîne des augmentations plus ou moins durables de la concentration d’analytes biochimiques sériques ou plasmatiques en fonction de la composition de l’alimentation^[17] ; par exemple, chez le chat, la glycémie augmente modérément après un repas standard^[18] mais de manière plus durable avec une alimentation riche en glucides^[19]; chez le chien, la concentration des triglycérides augmente environ 2 heures après le repas et reste élevée jusqu’à 6 heures^[20]; il en est de même pour l’urée jusqu’à 12 heures alors que la créatinine n’augmente que modérément, seulement chez les chiens consommant de la viande cuite et non de la viande crue^[21]. Inversement, après un repas, la concentration de la cystatine C du chien est abaissée d’environ 50% et revient à sa valeur de base après 12 heures^[22]. Chez le rat, des variations différentes de l’urée plasmatique/sérique ont été rapportées, en particulier des augmentations chez les animaux mis à la diète dans des cages permettant une coprophagie nocturne^[23].

Effets de la contention, de la capture, de la sédation

La réalisation d’un prélèvement sanguin est assez facile chez les animaux domestiques ; cependant, ils sont stressés par le transport vers une clinique vétérinaire qui provoque des élévations de la cortisolémie chien ; il en est de même pour l’attente qui produit des effets deux fois plus intenses à l’intérieur qu’à l’extérieur de la clinique mais n’a pas d’effet sur la glycémie^[24]. Les effets sont également marqués lorsqu’une contention ferme doit être exercée et/ou que l’animal se débat; par exemple, chez le chat, on observe une augmentation rapide et intense persistant plus d’une heure de la cortisolémie, de la glycémie et de la lactatémie^[25], ainsi qu’une élévation des numérations de globules rouges et blancs, de l’hématocrite et de la concentration d’hémoglobine^[26].

Pour préserver le bien-être des animaux, voire pour rendre le prélèvement possible, il est souvent nécessaire de tranquilliser ou d’anesthésier les animaux, notamment les animaux de laboratoire, même si certains animaux, par exemple des macaques rhésus peuvent être entraînés à subir des prélèvements sans contrainte, évitant ainsi l’augmentation de la cortisolémie résultant du stress^[27]. Les rats et les souris peuvent être habitués à être manipulés mais très souvent les prélèvements sont faits après anesthésie, par exemple avec de l’isoflurane, qui chez le rat n’a pas d’effet sur les variations de la glycémie mais augmente les variations de la concentration de corticostérone^[28]. Les chats ont également souvent besoin d’être tranquillisés ; une brève sédation avec une association kétamine-diazépam ne produit aucune variation cliniquement significative des analyses d’un profil hématologique, biochimique et de coagulation^[29]. Même lorsque les manipulations des animaux sont effectuées avec précaution, on observe des élévations intenses et augmentant avec le temps de la concentration de corticostérone et de lactates chez des poulets; elles sont plus élevées si la manipulation est moins douce^[30].

La situation est plus complexe pour les espèces sauvages qui sont souvent poursuivies, et capturées avant ou après anesthésie. Cela provoque des variations parfois très intenses de nombreuses variables, par exemple de la CK, une enzyme d’origine musculaire, chez la perche d'Amérique^[31], l’ibex^[32] ou le cerf élaphe chez lequel on a également observé une forte élévation de la plupart des variables de l’hémogramme^[33].

Effets du site de prélèvement

La majorité des prélèvements sanguins sont faits à partir de veines superficielles, moins fréquemment d’artères, de capillaires cutanés, du cœur, voire de cathéters.

Dans les grandes espèces de mammifères, il n’y a que peu de différences selon la veine utilisée pour la collecte ; par exemple chez le chien entre la veine jugulaire et la veine céphalique^[34] ou chez le bovins entre les spécimens jugulaires et coccygiens, quoique ces derniers soient inadaptés à la gazométrie sanguine en raison de mélanges possibles entre sang artériel et sang veineux^[35]. Dans les petites espèces de rongeurs de laboratoire, des différences importantes sont observées en fonction des vaisseaux ponctionnés, par exemple chez la souris pour laquelle le meilleur compromis entre bien-être animal et qualité des spécimens pour les analyses hématologiques est obtenu à la veine jugulaire^[36].

Des spécimens sanguins artériels sont en général préférés pour les analyses de gazométrie, la pCO2 étant inférieure et la pO2 supérieure à celles mesurées dans des spécimens veineux chez le chien^[37]^,^[38]. Les prélèvements capillaires sont peu utilisés, excepté pour quelques mesures comme celle de la glycémie avec des petits analyseurs d’autocontrôle ; chez le chien, les résultats avec le même analyseur sont analogues à ceux de spécimens veineux pour les prélèvements effectués à l’oreille mais sont inférieurs pour les coussinets plantaires ou la muqueuse buccale^[39].

Les prélèvements à partir de cathéters sont en général déconseillés ; cependant, des résultats identiques à ceux obtenus dans des spécimens veineux habituels ont été obtenus par exemple pour l’adrénaline chez le rat^[40], les numérations de globules rouges et blancs du chien^[41], les chlorures, le calcium ou la créatine-kinase du cheval^[42], ...

Effets du matériel et des tubes de collecte

Effets du matériel utilisé

Les prélèvements sanguins sont majoritairement effectués avec une aiguille d’un diamètre adapté à la taille de l’animal et permettant un bon écoulement du sang dans un tube adapté ; lorsque les calibres sont voisins, cela n’a que peu ou pas d’effets sur les analyses, par exemple sur les variables de l’hémostase ou la numération plaquettaire^[43] ou sur le thromboélastogramme^[44] du chat. Les aiguilles sont connectées directement ou via un petit cathéter à une seringue ou à un tube sous vide et il n’y a que peu d’études pour comparer ces différents techniques chez les animaux. Chez le chien, le temps de réaction du thromboélastogramme est plus court avec des tubes citrate sous vide qu’avec des tubes ouverts, probablement en raison de la friction liée à l’aspiration^[45]; il est également plus court dans les spécimens obtenus avec une aiguille et une seringue qu’avec un tube sous vide^[46]. Si l’écoulement du sang est laborieux, la qualité des analyses peut être affectée ; par exemple lors de prélèvement difficile, la présence d’agrégats plaquettaires est supérieure chez la souris^[36], les résultats du thromboélastogramme sont identiques chez le chat^[44], et l’activité de la CK plasmatique est supérieures chez le chien et le cheval^[47]. En cytologie, les aspirations spléniques chez le chien étaient de meilleure qualité avec des aiguilles 23G qu’avec des aiguilles de calibre inférieur mais l’inconfort des animaux était légèrement supérieur^[48].

Effets des anticoagulants

Les analyses hématologiques des mammifères sont habituellement effectuées sur du sang recueilli sur un anticoagulant, l’EDTA. Dans certains cas, il se forme cependant des caillots visibles ou non à l’œil nu qui peuvent causer des altérations notables de certaines mesures ; par exemple, chez le chat, on observe fréquemment la formation de microcaillots, avec une diminutions de la numération des plaquettes, des altérations de la concentration des réticulocytes et de leurs indexes^[49]. Dans certaines espèces de poissons et d’oiseaux, les cellules sont détériorées en présence d’EDTA et les sels d’héparine sont préférés ; chez les élasmobranches (requins, raies) dont l’osmolarité est élevée, les anticoagulants solides sont préférés^[10].

La plupart des analyses biochimiques sont faites sur sérum ou sur plasma hépariné dans lesquels les résultats sont très voisins, alors que les plasmas EDTA, fluorure-oxalate et citrate ne peuvent être utilisés pour nombre de variables chez le chien^[50], le cheval^[51], le buffle^[52], le chat^[53], le dromadaire^[54], le mouton^[55], …. Dans certains cas, pour le dosage d’analytes protéiques instables, on ajoute des inhibiteurs de protéases à des tubes EDTA, par exemple pour l’ACTH du cheval^[56] ou du rat^[57] ou l’ocytocine du porc^[58] mais les autres analyses y sont limitées. Pour faciliter la préparation des sérums et plasmas, on utilise parfois des gels séparateurs ou des accélérateurs de coagulation dont les effets ont été testés systématiquement en biologie médicale humaine^[59] mais non en en pathologie clinique animale, même si leur utilisation est parfois déconseillée.

Les analyses d’hémostase sont majoritairement réalisées sur plasma citraté. L’utilisation de plasma collecté sur CTAD entraîne des erreurs pour le temps de céphaline-kaolin (TCA), l’antithrombine et le taux de prothrombine (TP) sans affecter le fibrinogène chez le chat^[60] et pour le fibrinogène et l’antithrombine mais non l’APTT et le PT chez le chien^[61].

Quand plusieurs tubes sont collectés chez un même sujet, un ordre est recommandé en biologie médicale humaine pour éviter d’éventuelles interférences des anticoagulants et est appliqué pour les animaux, même si sa validité n’a pas été vérifiée chez ces derniers: tube pour coagulation, pour sérum avec ou sans activateur avec ou sans gel séparateur, tube hépariné avec ou sans gel séparateur, tube EDTA, tube avec inhibiteur de la glycolyse^[15]. Il est également recommandé de respecter les dates de péremption des tubes, même si la plupart des analytes biochimiques ont pû être mesurés sans erreurs dans des tubes héparine-lithium périmés depuis 11 mois^[62].

Effets du remplissage des tubes

Le remplissage des tubes est prévu par les fabricants pour adapter le volume de sang collecté à la quantité d’anticoagulant ou d’additifs. Pour les petites espèces ou lorsqu’un prélèvement est difficile, le volume de sang collecté peut être faible ; dans ce cas, il faut avoir recours à l’utilisation de microtubes dans lesquels les résultats sont analogues à ceux des tubes standard chez le chien^[63], sinon lorsque le volume de sang est insuffisant, des erreurs peuvent apparaître, par exemple, lors de remplissage insuffisant augmentant la concentration d’anticoagulant, les temps de coagulation sont allongés chez le chien par un excès de citrate^[64], ou bien l’hématocrite du chien, du cheval, du mouton ou du porc est diminué lorsque la concentration en EDTA est trop élevée, causant une diminution du volume des globules rouges^[65].

Effets du traitement du spécimen

Lorsqu’un spécimen a été collecté, il doit être transféré au laboratoire d’analyses où il est préparé en vue de l’analyse. Dans le meilleur des cas, le laboratoire est très proche du site de prélèvement, comme dans les hôpitaux et cliniques vétérinaires ou dans de nombreux centres de recherche, permettant une prise en charge rapide. Dans d’autres cas, les prélèvements sont effectués dans des élevages ou en pleine mer ou dans des sites sauvages entraînant un délai d’acheminement parfois long. Dans tous les cas, se pose la question de la stabilité des analytes qui est peu documentée pour l’étape de transport au laboratoire, surtout pour les animaux sauvages, mais très étudiée à l’intérieur du laboratoire.

En hématologie, la règle générale est de faire les analyses le plus vite possible car les cellules sont fragiles, ce qui impose de faire les frottis sanguins dès que le spécimen est disponible ; par exemple, la morphologie des cellules des requins est altérée dès la cinquième heure^[66]. De même, certaines variables comme l’hématocrite, le volume corpusculaire moyen, les numérations et les indices plaquettaires sont modifiées dès 24h de stockage à 4 ou 20°C chez le rat et la souris^[67], le chien^[68], le chat^[69], …. Cependant, les numérations des globules rouges et blancs, la concentration de l’hémoglobine restent pratiquement inchangées pendant 2 à 3 jours en réfrigération ou à la température du laboratoire chez le chat^[70], le chien^[71], les bovins^[72], ….

En biochimie, peu d’analyses sont effectuées sur le sang total, excepté notamment pour la gazométrie : par exemple, pO2 et pCO2 sont peu modifiées quelques heures en réfrigération dans du sang total hépariné de cheval prélevé avec des seringues en verre mais rapidement altérées, surtout à température ambiante, dans des spécimens collectés avec des seringues en plastique^[73]. Pour le sérum et les plasmas, un premier facteur de variation est le délai avant centrifugation. Certains analytes sont peu stables dans le sang total en raison de l’activité métabolique des cellules : par exemple, la concentration du glucose diminue de manière plus intense à température ambiante qu’à 4°C dans des tubes secs dès la deuxième heure dans le sang total coagulé des bovins^[74]; des effets similaires sont observés chez le chien^[75], l’alpaca^[76], …. Après centrifugation, la stabilité de la plupart des analytes dépasse les quelques heures nécessaires à leur analyse. Lorsqu’il est nécessaire de conserver les spécimens de sérum ou de plasmas pour de plus longues périodes, la stabilité de nombreux analytes dépasse plusieurs semaines à -20°C voire -80°C dans le sérum ou le plasma hépariné du chien mais l’activité de la GLD et de l’amylase et la concentration des acides biliaires diminue de manière cliniquement significative après 8 mois de stockage^[77]. Des précautions doivent être prises à la décongélation pour re-homogénéiser les tubes car un gradient de concentration se forme à la décongélation^[78]. Eventuellement, il faut s’assurer que des répétitions de cycles congélation-décongélation n’altèrent pas la composition du spécimen ; par exemple, les aminotransférases^[79], la céruloplasmine et l’haptoglobine^[80] des bovins sont stables après plusieurs (≤4) de ces cycles, comme le glucose, la CK, la créatinine chez le chien^[81], …

Effets de facteurs liés à l’animal avant le prélèvement

Variations quotidiennes, saisonnières

Les variations nycthémérales de la cortisolémie et de la corticostérone sont les plus connues mais n’existent pas dans toutes les espèces : chez le cheval par exemple, la cortisolémie est maximale en fin de nuit et début de matinée puis décroît progressivement pour être minimale en fin de journée^[82] comme chez des macaques rhésus^[83] et cynomolgus^[84] ou des marmousets^[85]; un rythme inverse est observé pour la concentration de la corticostérone chez le rat^[86] ou la souris^[87], deux espèces nocturnes. Dans d’autres espèces, le rythme de la cortisolémie est inapparent ou absent, comme chez le chien^[88] ou le chat^[89]. Des variations nycthémérales ont aussi été observées pour la numération des globules blancs et les concentrations de l’haptoglobine ou de la céruléoplasmine chez les bovins^[90] ou les numérations sanguines du chien^[91]. De très nombreuses variables ne présentent pas de telles variations, par exemple la plupart des analytes des profils biochimiques plasmatiques du chat^[18] ou des bovins^[92].

Les variations saisonnières sont difficiles à individualiser de celles qui sont causées par les changements d’alimentation, la température, etc., excepté pour les animaux vivant en captivité. Par exemple, les profils biochimiques et hématologiques d’orques d’un parc aquatique ne présentaient pas de variations saisonnières^[93] alors que chez des dauphins la concentration des hormones thyroïdiennes était plus basse aux saisons froides^[94][67]. Les bilans hématologiques et biochimiques de beagles de laboratoire^[95] et de bovins^[96] n’ont pas montré pas d’effet saisonnier notable.

Environnement, conditions d’élevage/de vie

Les effets des conditions d’élevage ont été particulièrement étudiés chez les animaux de laboratoire ou de zoos. Par exemple, la concentration de vitamine D était supérieure chez des chimpanzés disposant d’accès à des enclos extérieurs que chez ceux qui étaient confinés à l’intérieur^[97]; les bilans biochimiques de marmousets n’étaient pas modifiés par un changement de cage, même plus petites^[98], mais la concentration du cortisol était élevée lorsque des singes écureuil ou des marmousets étaient transférés d’habitats collectifs à des habitats individuels^[99]^,^[100]; l’hématologie des souris n’était pas modifiée dans des cages dont le milieu était enrichi par des cloisons ou des abris^[101] mais leur concentration de corticostérone était augmentée^[102]; les numérations de globules blancs, de neutrophiles et d’éosinophiles, ainsi que la cholestérolémie étaient inférieures chez des beagles élevés dans des cages à l’intérieur que chez ceux qui vivaient dans des cages avec accès à l’extérieur^[103].

L’étude des effets de l’élevage intensif a montré que la densité des bovins dans les locaux d’élevage n’a pas d’effet sur les numérations de globules blancs, et de la formule leucocytaire^[104]; il en est de même pour la concentration d’hémoglobine chez les poulets^[105] alors qu’une augmentation de la densité des animaux dans les cages provoque une augmentation de la corticostérone chez le rat^[106]. La plupart des variables hématologiques des bovins sauf la numération leucocytaire n’étaient pas différentes en fonction de la nature des sols des locaux^[107]; chez des canards, seule l’activité de l’ALAT était supérieure chez les animaux élevés aux sol que chez sur des filets^[108].

La pollution entraîne une diminution de la plupart des variables hématologiques chez les poissons : carpes roho^[109] et tilapias^[110].

L’élévation de la température peut avoir des effets sur certains analytes. Par exemple, la plupart des constituants d’un bilan hématologique sont abaissés chez des buffles et rétablis par des dispositifs de rafraichissement de l’air^[111], l’activité de la glutathion peroxydase et de la superoxyde dismutase est abaissée par un stress thermique de 2 semaines chez des chèvres^[112]; chez des moutons élevés en zone aride, la concentration de triglycérides est abaissée et celle d’urée augmentée lors de stress thermique^[113].

Stress

Outre les stress liés à l’acte de prélèvement ou aux conditions de vie (cf. supra), les animaux peuvent être perturbés par différents facteurs

Transport

Les transports, une préoccupation pour le bien-être des animaux, peuvent être longs et se faire par voie routière et/ou aérienne, avec des effets variables selon les espèces et les durées de transport, n’entraînant souvent pas de variation de la plupart des analytes. On observe par exemple parfois des augmentations d’activité de la créatine kinase d’origine musculaire chez les bovins^[114], les porcs^[115] ou les autruches^[116], une élévation de l’hématocrite, de l’hémoglobinémie et de la numération leucocytaire chez des macaques cynomolgus^[117], de la glycémie, de la cortisolémie et du rapport neutrophiles/ lymphocytes chez le cheval^[118].

Effort physique

Un effort physique moyennement intense (9 km en une heure) chez des chiens non entraînés ne provoque pas de modifications de la biochimie sanguine excepté une faible augmentation de la concentration des protéines pendant l’effort, et le lendemain une augmentation de l’activité de la CK et une diminution de la créatininémie^[119]. Chez les chiens de chasse, les protéines de la réaction inflammatoire sont augmentées à la fin de la chasse et reviennent à leurs valeurs de base après 1 heure^[120].

En revanche, les efforts intenses des différents types de courses effectuées par les chiens, les chevaux ou les dromadaires ont des effets intenses et parfois durables sur certains analytes, qui servent également à suivre la préparation des animaux et les effets sur leur bien-être. Les conditions de ces courses sont si différentes que l’on ne peut les résumer. Par exemple, les concentrations des marqueurs d’origine musculaire sont souvent augmentées en fonction de l’intensité de l’effort, par exemple la troponine, la CK et l’ASAT chez les chiens de courses de traineau^[121] ou des chevaux de courses d’endurance^[122]. Dans les courses de vitesse, la concentration des lactates est fortement augmentée juste après l’effort chez le chien^[123] et le cheval^[124]; chez ce dernier la glycémie, élevée juste après une course de vitesse, revient à ses valeurs de base après 4h^[125].

Travail

Chez des Border Collies, l’hématocrite, la numération des globules rouges et la cholestérolémie sont plus basses, la numération leucocytaire plus élevée et l’hémoglobinémie identique chez les chiens travaillant que chez les chiens de compagnie^[126]. Chez des chiens de secours, la plupart des analytes ne sont pas affectés par 4 heures de recherches mais les concentrations de la créatinine et des acides gras libres sont augmentées ainsi que le pH^[127]. Les concentrations d’aldostérone et de cortisol diminuent chez des dauphins d’aquarium dans les 30 minutes suivant un exercice de nage avec des humains^[128].

Alimentation

En dehors des effets de la diète de quelques heures des monogastriques avant le prélèvement (cf.ci-dessus), l’alimentation des animaux a des effets notables sur les analyses de pathologie clinique.

Ingestion du colostrum chez les mammifères nouveau-nés

Immédiatement après la naissance, l’intestin des nouveau-nés absorbe des protéines du colostrum contribuant notamment à la protection immunitaire. Il en résulte une forte augmentation de la concentration des protéines totales et de leurs fractions, notamment des immunoglobulines chez les chiots^[129], veaux^[130], chevreaux, agneaux et poulains^[131] dès le premier jour de vie. Il en est de même pour certaines enzymes présentes à de fortes concentration dans le colostrum, comme la gamma-glutamyl transférase^[132]^,^[131] ou les phosphatases alcalines^[133] chez les bovins. Ces augmentations ne sont pas observées chez les veaux ne consommant pas de colostrum^[133] et décroissent progressivement en quelques jours.

Effets de la restriction alimentaire

Une diminution de l’apport alimentaire est souvent utilisée pour réduire le poids de certains animaux. Chez des chiens obèses par exemple, elle entraîne une diminution de la cholestérolémie et est sans effet sur les concentrations de CRP et de triglycérides^[134]; chez des vaches en début de lactation, une restriction d’apport de 25% produit une augmentation de la concentration d’acides gras libres^[135]; chez des singes rhésus, la restriction alimentaire entraîne une diminution de l’amplitude des variations nycthémérales du cortisol et de la DHEA^[136]. Un arrêt total de l’alimentation intervient chez les animaux en hibernation, avec une diminution des constituants impliqués dans la coagulation dans de multiples espèces^[137], une diminution de la concentration des hormones thyroïdiennes et de l’urée avec une élévation de la créatininémie chez les ours^[138]^,^[139].

La restriction alimentaire est également utilisée dans des essais visant à allonger la durée de la vie avec par exemple chez des rats, des concentrations plus basses de cholestérol et de triglycérides après 1.5 à 2 ans de restriction^[140]. Chez des singes rhésus, on a observé des valeurs plus basses du glucose et de l’insuline et plus élevée de la DHEA^[83] et aucune modification des marqueurs osseux après 11 ans d’une réduction calorique de 30%^[141]. Il arrive également que des animaux cessent de s’alimenter lors de certaines affections, entraînant par exemple chez les équidés une augmentation massive des concentrations de triglycérides et de bilirubine^[142]^,^[143]; de même, le jeûne entraîne une hyperbilirubinémie chez les singes-écureuils de Bolivie, un modèle de la maladie de Gilbert chez les humains^[144].

Effets de la suralimentation – surpoids – obésité

Les effets de la suralimentation ont surtout été étudiés en raison de l’importance prise par le surpoids et l’obésité chez les animaux. Ainsi chez les singes en captivité a-t-on développé des stratégies de réduction de poids^[145]^,^[146]. Par exemple, l’obésité de macaques cynomolgus provoque une augmentation de la concentration du cholestérol, des triglycérides, des HDL et LDL, du glucose^[147]; en revanche, on a observé que peu des différences liées à l’obésité ou au surpoids chez des chats^[148] ou des chiens^[149]. La suralimentation est exploitée chez les oies pour la production de foie gras avec une élévation de tous les constituants lipidiques et des HDL plasmatiques^[150].

Médicaments

La majorité des effets rapportés pour des médicaments concernent la sédation nécessaire pour faire des prélèvements chez les animaux domestiques difficiles ou les animaux sauvages (cf. ci-dessus) et pour toutes les interventions douloureuses ou nécessitant une immobilisation, ainsi que l’administration de glucocorticoïdes. Les effets des médicaments dépendent des doses et des durées d’administration. Par exemple, chez le chien l’aspirine diminue ou non l’agrégation plaquettaire^[151]^,^[152]. Très souvent, les médicaments n’ont aucun effet sur les analyses de pathologie clinique, paar exemple, le meloxicam (un AINS) ne modifie pas les bilans de perroquets^[153].

Chez le chien, l’administration de methylprednisolone entraîne des élévations durables de la numération des globules blancs due au neutrophiles, de la concentration de fer, de l’activité des phosphatases alcalines et une diminution de la numération des lymphocytes^[154]; un effet similaire sur la sidérémie a aussi été rapporté chez des chiens atteints de leishmaniose^[155]; le traitement de chats avec du phénobarbital ne produit pas d’élévation de l’activité des ALAT et PAL^[156] alors qu’il le fait chez le chien^[157]; chez des porcelets, l’injection de fer entraîne une augmentation de la numération des globules rouges et des variables liées, ainsi qu’une diminution de la numération des réticulocytes^[158]; il en est de même chez le veau^[159].

Examen du spécimen avant analyse

Pour limiter les erreurs analytiques résultant d’un spécimen altéré, un bref examen visuel ou automatisé est effectué pour détecter, rejeter ou éventuellement noter les anomalies tenant à la présence de caillots ou de couleurs « anormales » des spécimens. En biologie médicale humaine, une métaanalyse de 2023 a montré que près de 2% des spécimens sont rejetés avant analyse, majoritairement pour la présence de caillots ou d’hémolyse^[160].

Effets de la présence de caillots

L’examen visuel d’un tube de sang ne permet de détecter que de gros caillots alors que des microcaillots passent inaperçus. Ces derniers ne peuvent être détectés et quantifiés que par examen microscopique d’un frottis sanguin alors qu’ils provoquent principalement une fausse thrombocytopénie; ils sont fréquents chez le chat^[161] mais moins abondants dans les spécimens CTAD qu’EDTA^[162]; le pourcentage de spécimens affectés est supérieur lors de stockage du sang en réfrigération chez le cheval et les mini-porcs^[163]^,^[164] et à température ambiante chez le chien^[165].

Effets de colorations « anormales »

Les interférences de l’hémolyse, de la lipémie et de l’ictère sont nombreuses, différentes selon les analyses et les analyseurs, les plus modernes déterminant des index pour aider les laboratoires et les cliniciens à interpréter les résultats mais ces index ne sont pas standardisés^[166]. En pathologie clinique animale, des interférogrammes ont été déterminés pour la plupart des constituants des bilans biochimiques sériques de routine chez le chat, le chien, le cheval, la vache^[167] et les interférences sont étudiées pour chaque nouvelle analyse

Rosé à rouge : Hémolyse

L’hémolyse est la principale anomalie amenant à rejeter les spécimens plasmatiques et sériques en biologie médicale humaine principalement en raison de la coloration rouge qu’elle entraîne et de la libération de constituants intraérythrocytaires^[168]^,^[169]. Il en est de même en pathologie clinique animale avec des différences notables selon les espèces ; par exemple, la kaliémie du porc^[170], de l’iguane^[171] ou du perroquet^[172] (comme celle de l’homme) est augmentée par l’hémolyse mais non celle du chien dont la concentration érythocytaire en potassium est basse^[173]; l’activité de la CK plasmatique est augmentée par l’hémolyse chez le chien mais non chez le cheval^[174].

Lactescent à blanc : Lipémie

La présence de fortes concentrations de triglycérides confère une coloration rosée au sang et une lactescence au sérum ou au plasma pouvant aller jusqu’à un aspect crémeux. La principale cause est un délai insuffisant depuis le repas dans les espèces consommant des lipides. La turbidité (et à un moindre degré le déplacement de volume) des sérums et plasmas rend certaines analyses impossibles et diverses solutions ont été proposées pour éliminer l’excès de triglycérides^[175]. Les différences ;causées par la lipémie peuvent être notables, par exemple dans les plasmas fortement lipémiques de petits rorquals l’activité de l’ASAT ou de la CK sont 4 à 5 fois plus élevées alors que celle de la GGT n’est pas affectée^[176]; l’activité de la paraoxonase-1 est augmentée par la lipémie chez le chien et le chat mais non chez le cheval^[177]^,^[178]^,^[179]; chez le chien, la lipémie augmente les numérations plaquettaires et l’hémoglobinémie^[180] ainsi que les concentrations des marqueurs du stress oxydatif^[181] mais non la mesure des gaz sanguins^[182].

Jaune : Ictère

La coloration jaune du plasma est « normale » chez les herbivores pour lesquels elle résulte de la présence de pigments végétaux, notamment de carotènes ; en revanche, chez les carnivores domestiques, elle résulte d’une concentration élevée de bilirubine qui peut interférer avec certaines analyses. Par exemple, chez le chien l’ictère diminue la concentration de protéines mesurée par la réaction du biuret sans affecter le dosage par réfractométrie^[183]^,^[184].

Analyses urinaires

Effets du mode de prélèvement

Les analyses urinaires sont considérées comme des examens non invasifs en biologie médicale humaine car faites majoritairement à partir de mictions spontanées. Il n’en est pas de même en pathologie clinique animale où il est difficile de recueillir des urines de mictions spontanées dans certaines espèces^[185]. Par exemple, chez le chat et le chien, le rapport protéines/créatinine n’est pas différent dans des urines spontanées, collectées par cystocentèse ou recueillies sur une litière non absorbante^[186]^,^[187]^,^[188]. Les urines recueillies au sol sont souvent souillées de terre ou de fèces, mais sans effet sur la concentration de la créatinine chez des singes cynomolgus^[189]. L’utilisation de cages à métabolisme permet de recueillir les urines sur de longues périodes lissant les variations de concentration de nombreux analytes observées au cours de la journée ; cependant les animaux nécessitent quelques jours pour s’adapter à ces cages, par exemple chez des souris^[190]. Lorsque des chiens sont placés dans des cages à métabolisme, les dépôts d’urine sur les parois peuvent diminuer la mesure du débit de filtration glomérulaire^[191].

Traitement du spécimen

Le plus souvent les analyses urinaires de dépistage sont effectuées immédiatement à l’aide de bandelettes réactives sans centrifugation du spécimen. Les analyses quantitatives nécessitent parfois la réfrigération ou la congélation des spécimens pendant plus ou moins longtemps. Par exemple la densité urinaire de chimpanzés est stable à la congélation et après plusieurs cycles de congélation-décongélation^[192]; il en est de même chez le chien^[193]; l’activité de la GGT de rat n’est pas modifiée par la centrifugation, est stable à 4°C pendant 24 à 48 heures mais est totalement détruite par la congélation^[194]; dans les urines de chien, le rapport protéines/créatinine urinaire n’est pas modifié dans des spécimens conservés 3j à 4°C mais diminue lors de stockage à -20 ou -80°C sans que le profil électrophorétique des protéines soit modifié après 1 an à -80°C^[195]. La présence de sang dans l’urine entraîne une augmentation du rapport protéines/créatinine chez le chat et le chien^[196] ou le chimpanzé^[197].

Facteurs de variation de l’urine

Un premier facteur de variation de la concentration des urines est dû à la variation de la dilution/concentration de celles-ci au cours de la journée d’où une préférence pour l’élimination totale sur 24h ou une estimation fondée sur des rapports à la créatininurie notamment chez le chien^[198] ou à la densité urinaire chez le chimpanzé^[192], deux variables qui dépendent surtout de la concentration de l’urine.

Les rythmes nycthéméraux sanguins sont souvent retrouvés dans l’urine avec un décalage de quelques heures ; par exemple l’élimination du cortisol des chimpanzés est plus forte l’après-midi que le matin ou le soir^[199] ou en fin de matinée chez des marmousets^[200]; inversement, il n’y a pas de rythme pour l’élimination de différentes enzymes chez le chien^[201] ni pour le rapport protéines/créatinine^[202] dont la densité urinaire est plus élevée le matin^[203].

L’alimentation est un facteur de variation pour certains analytes. Le rapport UPC ne varie pas chez le chien^[202]; la densité urinaire de chats nourris avec des aliments humides est plus basse^[204]^,^[205] et la concentration d’urée plus élevée avec une alimentation riche en protéines^[206]. Un effort intense augmente la protéinurie et l’albuminurie ainsi que le rapport protéines/créatinine chez le chien^[207].

Autres spécimens analysés

A l’exception des liquides divers (synovial, cérébrospinal, d’épanchements, de ponctions, de lavages broncho-alvéolaires, etc.), les autres spécimens collectés le sont principalement en raison du caractère non-invasif de leur recueil, avec une place croissante pour la salive depuis le début des années 2000 (PubMed, « saliva » and « analysis »).

Fèces

En pathologie clinique animale, les fèces sont principalement utilisées pour des analyses hormonales, particulièrement pour les glucocorticoïdes comme marqueurs de stress^[208]. En effet, de nombreuses hormones sont excrétées par voie fécale ainsi que leurs métabolites après des transformations variables selon les espèces.

Collecte et traitement des spécimens

Les spécimens de fèces sont le plus souvent collectés au sol pour toutes les espèces, en particulier pour les espèces sauvages ou dans des cages à métabolisme pour les espèces de laboratoire. Les catabolites hormonaux des glucocorticoïdes augmentent en 1 à 2 jours à température ambiante dans les crottins des chevaux et ne sont pas altérés par la pluie^[209]. Dans les fèces desséchées de phoques, les glucocorticoïdes sont stables plusieurs semaines en congélation^[210]. Dans les fèces de babouins, les hormones sexuelles et les glucocorticoïdes diminuent de 10% après deux semaines de stockage à -20°C mais augmentent à température ambiante^[211].

Facteurs de variation

L’excrétion fécale d’une partie des catabolites hormonaux est exprimée en concentration ou en quantité éliminée pendant une période donnée, alternative qui ne se pose que dans les petites espèces ou les espèces captives pour lesquelles la collecte des fèces est facile, particulièrement le rat et la souris, le rat^[212] ou les primates de laboratoire (voir une revue dans ^[213]). L’élimination fécale est retardée par rapport aux variations de concentration plasmatique et représente une estimation cumulée de la sécrétion hormonale, le pic d’excrétion se situant de quelques heures après la cause de variation chez des souris^[214] à un ou deux jours chez des singes hurleurs^[215].

Les variations nycthémérales plasmatiques de la testostérone ou des glucocorticoïdes sont écrasées par le délai d’apparition dans les fèces chez les chimpanzés^[216] alors qu'elles persistent pour les glucocorticoïdes chez la souris^[217], le rat^[218], le marmouset^[219] ou les dauphins avec des concentrations plus élevées le matin que le soir^[220].

Le régime alimentaire peut provoquer des faux positifs lors de la recherche de sang occulte fécal chez les chats et chiens consommant des aliments en boîte^[221]^,^[222].

Les stress entraînent des augmentations de l’élimination des glucocorticoïdes, par exemple le lendemain d’un examen vétérinaire chez des gorilles^[223], pendant quelques jours après un changement de cage chez des cobayes^[224], dès le deuxième jour avec un maximum lors d’un transport de 48h chez le cheval^[225], par la densité dans les cages de souris^[226] ou de lapins^[227], par la manipulation chez les iguanes^[228].

Certains médicaments causent des variations d'analytes dans les fèces, par exemple l’ingestion quotidienne de kétoprofène pendant un mois entraîne la détection de sang occulte chez des chiens^[229].

Salive

Les variations de concentration de nombreux analytes sont identiques dans le plasma et la salive avec un retard très court, par exemple de 30 à 40 min pour le glucose chez le chien avec une concentration 20 à 200 fois plus faible^[230]^,^[231].

Prélèvement du spécimen

Les spécimens sont collectés avec des tampons de coton, des éponges, des morceaux de corde, .... ces matériaux pouvant interférer avec certaines analyses, par exemple chez des macaques cynomolgus, la concentration de cortisol était plus faible que dans la salive recueillie par salivation spontanée mais pas chez des macaques rhésus^[232]^,^[233]. Ces dispositifs permettent de récolter de la salive de macaques rhésus en liberté avec des concentrations de cortisol ou d’alpha-amylase similaires à celles de singes captifs^[234].

Pour stimuler la sécrétion salivaire, les matériaux absorbants peuvent être aromatisés. Par exemple, chez des mamousets, la concentration de cortisol était plus élevée dans la salive collectée avec des tampons de coton aromatisés à la banane^[235]. Le volume de la sécrétion salivaire peut aussi être augmentée chez le chien par quelques gouttes de citron sans modifier la concentration du cortisol^[236] mais en augmentant la concentration de protéines et en modifiant la composition du protéome^[237].

Traitement du spécimen

La contamination des spécimens par des aliments peut causer de variations des résultats, par exemple pour le glucose, l’ASAT et les marqueurs du stress oxydatifs mais ni sur la GGT ni sur cortisol chez la vache^[238]. De même, chez le porc, une contamination fécale augmente les activités de la GGT, de la glutathion peroxydase, ou de la superoxyde dismutase mais non celles de la LDH ou de la CK^[239].

La stabilité des analytes salivaires est très variable selon les analytes et les conditions de stockage. Par exemple, chez le porc, la chromogranine est stable 2j à 4°C et un an à -20 et -80°C^[240], la butyrylcholinestérase et la lipase moins d’un jour à 4°C, la butyrylcholinestérase et l’adénosine déaminase un an à -80°C^[241].

Facteurs de variation

Les affections périodontales du chien entraînent des altérations de composition de la salive susceptibles d’interférer avec les autres usages des marqueurs salivaires, avec des élévations de LDH et des phosphates mais sans effet sur le calcium, l’amylase, et le lysozyme chez le chien^[242].

Un rythme nycthéméral identique à celui du plasma a été observé pour les glucocorticoïdes chez le chien^[243] mais pour d’autres, aucune différence n’est notée entre 6h30 et 23h^[244]; chez le porc, il n'a pas de rythme de la chromogranine A^[240]; chez le cheval, le variations de certains analytes dépendant de la saison comme l’amylase élevée le matin et le soir mais basse dans journée en hiver mais pas au printemps, alors qu'aucun rythme n’est observé quelle que soit la saison pour GGT, urée et protéines^[245].

L’alimentation peut faire varier la composition de la salive comme cela a été montré il y a très longtemps chez des vaches^[246] chez lesquelles une supplémentation en céréales entraîne une augmentation du pH et une diminution de la concentration des phosphates^[247]. Chez le chien, l’alimentation donne des faux positifs pour la détection d’Ig spécifiques d’allergènes alimentaires^[248].

Le stress produit des élévations de la concentration de glucocorticoïdes, par exemple en réaction à des vocalisations de prédateurs chez le cheval^[249], par un travail fatigant chez des chiens militaires^[250], par des compétitions sportives chez le cheval^[251], par des transports chez le chien^[252] ou le veau^[253]. Inversement, les interactions positives, comme des caresses, augmentent la concentration d’ocytocine chez le chien^[254]^,^[255].

Les efforts physiques influent également sur la composition salivaire ; par exemple, chez des chiens de traineau, sodium, chlorures et magnésium augmentent progressivement avec la distance^[256].

Pelage, plumes, …. et autres phanères

Les poils et autres phanères (fragments d’ongles, de griffes, écailles, …) sont faciles à collecter sans perturber notablement les animaux, même dans certains cas sur les sites où ils ont été arrachés dans la nature. La majorité des analyses porte sur le cortisol comme marqueur de stress^[257] et marginalement sur les hormones sexuelles. Ces hormones diffusent du sang vers le poil pendant sa croissance, permettant d’obtenir une intégration de la sécrétion sur une longue période.

Effets du prélèvement et son traitement

La concentration du cortisol varie en fonction de partie du corps où les poils sont prélevés ; chez des chimpanzés, elle est deux fois plus forte sur la poitrine et les flancs que sur le dos ou les avant-bras^[258], plus élevée dans les poils blancs que les poils noirs^[259] et plus forte à la base du poil qu’à sa pointe^[258]; chez des vaches, la concentration du cortisol était également plus basse dans les poils noirs que dans les blancs^[260]; chez le chat elle est près de 3 fois supérieure à la face ventrale du cou que dans la région lombo-sacrée^[261]; des différences similaires ont été observées chez le loup^[262]; chez le chien, les concentrations de magnésium et de calcium sont supérieures dans les poils sombres^[263]. Les poils des vaches et des porcs peuvent être contaminés par de l’urine, principalement dans la région distale^[264]. Les poils des vaches et des porcs peuvent être contaminés par de l’urine, principalement dans la région distale^[264]. Ces exemples montrent l’importance de standardiser les conditions de collecte des spécimens, notamment en les prélevant dans des zones propres du pelage lorsque cela est possible^[264].

Le cortisol est stable dans les poils pendant au moins 3 ans^[265] et sa concentration dans le pelage de chimpanzés ou de macaques rhésus peut être diminuée par l’exposition au soleil ou à la pluie^[266].

L’utilisation des écailles chez les poissons est possible mais pourrait être limitée par la quantité prélevable sans risque pour les animaux^[267].

Effets du stress

On considère généralement que le passage des glucocorticoïdes dans les poils permet d’avoir une mémoire rétrospective de l’activité des corticosurrénales au cours des semaines/mois précédant la collecte^[268]; une étude récente chez le rat donne à penser que la durée de la mémoire serait plus courte, de l’ordre de quelques jours^[269]. Cependant, toutes les situations de stress chronique augment la concentration de cortisol dans les poils, par exemple chez le chat mais avec une très forte variabilité inter-individuelle^[261]; il en est de même chez le chien avec une diminution de la concentration chez les animaux anxieux^[270] ou une augmentation chez les chiens placés en refuges^[271]; chez des félins sauvages la concentration de cortisol est plus élevée pendant la période de reproduction^[272]; chez les ours, en même temps que d’autres variables (revue dans^[273]); chez les perdrix rouges, la concentration de corticostérone des plumes est augmentée par le stress^[274]; chez des vaches, la concentration de corticostérone était fortement élevée par la surpopulation, le bruit, les changements d’étable^[275], chez des rats, la concentration de corticostérone était environ 2 fois plus forte après un mois d’élevage dans des cages à forte densité^[276] ou après des stress quotidiens d’immobilisation même de courte durée^[277].

Autres facteurs de variation

L’alimentation peut faire varier la concentration de certains minéraux dans les poils ; par exemple, le zinc, le sélénium, le calcium et le magnésium sont plus élevés chez les animaux consommant des aliments bruts que transformés^[263]; la concentration de la corticostérone est plus élevée chez des souris recevant une alimentation riche en graisses^[278].

Autres spécimens

Liquides divers (liquide synovial, cérébrospinal, d’épanchements, de ponctions, de lavages broncho-alvéolaires, ...)

Effets des sites de prélèvement

Les concentrations de protéines et d’albumine sont plus basses dans la synovie de l’articulation du boulet que dans celles du jarret ou du genou du cheval- alors que les activités des PAL et de la LDH ne diffèrent pas^[279]; chez le porc, les numérations cellulaires, le pH et la concentration de protéines ne diffèrent pas entre les articulations du tarse et du carpe^[280].

La concentration des protéines est deux fois plus élevée dans les spécimens lombaires qu’atlanto-occipitaux de liquide cérébrospinal de chat^[281] mais pas d’ânes^[282] ni de cheval^[283].

Dans des BAL de chien, les pourcentages cellulaires diffèrent pas selon le nombre de lavages (Hawkins 1999) ; chez le cheval, les pourcentages des différents types cellulaires ne diffèrent pas selon le volume utilisé, excepté pour celui des neutrophiles plus élevée avec un volume plus faible^[284].

Effets des tubes utilisés

Lorsque du liquide péritonéal est collecté dans des tubes EDTA, l’estimation de la concentration de protéines par réfractométrie est surévaluée, ce qui n’est pas le cas avec des tubes secs ou héparinés^[285]. Dans le liquide cérébrospinal du chien la concentration de protéines et les comptages cellulaires ne diffèrent pas entre tubes EDTA et tubes secs^[286]. Dans la synovie du cheval, la concentration des cellules est plus basse dans les spécimens collectés sur héparine que sur EDTA et la concentration des protéines n’est pas différente^[287]; lorsque le volume de synovie est insuffisant dans les tubes EDTA, la concentration de protéines mesurée par réfractométrie est erronée ; elle est correcte dans des tubes héparinate de lithium^[288].

Effets de la stabililité

La stabilité des cellules du liquide cérébrospinal est faible, inférieure à 24h chez le chat^[289] et inférieure à 12h chez le chien dont la concentration des protéines reste stable 48h lors de stockage à 4°C^[290]. Des résultats disparates concernent la contamination des spécimens par du sang, selon les espèces et l’intensité de la contamination ; par exemple, lorsque cette dernière est élevée, l’activité de la CK est augmentée chez le chien^[291] ou les bovins^[292]. Dans la synovie du cheval, la concentration des cellules décroît très fortement dès la 8° heure de stockage alors que la concentration de protéines est stable 48 heures^[287].

Spécimens divers

D’autres spécimens sont également utilisés, parfois largement (fluide ruminal ou lait par exemple) pour des applications n’entrant majoritairement pas dans le domaine de la pathologie clinique. Certains n’ont fait l’objet que de peu d’études rapportant des effets préanalytiques, souvent préliminaires. Ainsi:

Dans le souffle des dauphins, la concentration des hormones sexuelles et du cortisol dépend fortement du volume d’eau collecté^[293]; chez des bélugas d’un aquarium, la concentration est augmentée 1.5 heures après un examen de santé^[294].

Dans la graisse sous-cutanée des baleines, la concentration de glucocorticoïdes ne diffère pas entre Hawaï et l’Alaska^[295] et est abaissée lorsque le nombre de rencontres d’écotourisme est réduit^[296].

Notes et références

↑ « Pathologie clinique - ECVCP - European College of Veterinary Clinical Pathology » (consulté le 25 juillet 2023)
↑ Anonyme, « Arrêté du 6 juin 2019 fixant la liste des spécialités vétérinaires (agre1915378a) », Journal_Officiel_de_la_République_Française,,‎ 2019
↑ (en) « ASVCP » (consulté le 25 juillet 2023)
↑ (en) « ESVCP » (consulté le 25 juillet 2023)
↑ ISO Standardization, ISO 15189 : Medical laboratories - requirements for quality and competence, third edition. 2012, Geneva, Switzerland.
↑ ^{a et b} (en) « Preanalytical variability in animals, v2 », 2023 (consulté le 25 juillet 2023)
↑ (en) D.S. Young, Effects of preanalytical variables on clinical laboratory tests, third edition., New York, AACC, 2007
↑ (en) Braun, J.P., N. Bourges-Abella, A. Geffre, D. Concordet, and C. Trumel, « The preanalytic phase in veterinary clinical pathology », Vet Clin Pathol,‎ 2015. 44(1): p. 8-25
↑ (en) Gunn-Christie, R.G., B. Flatland, K.R. Friedrichs, B. Szladovits, K.E. Harr, K. Ruotsalo, J.S. Knoll, H.L. Wamsley, and K.P. Freeman, « ASVCP quality assurance guidelines: Control of preanalytical, analytical, and postanalytical factors for urinalysis, cytology, and clinical chemistry in veterinary laboratories », Vet Clin Pathol,‎ 2012;41(1): p. 18-26.
↑ ^{a et b} (en) Vap, L.M., K.E. Harr, J.E. Arnold, K.P. Freeman, K. Getzy, S. Lester, and K.R. Friedrichs, « ASVCP quality assurance guidelines: Control of preanalytical and analytical factors for hematology for mammalian and nonmammalian species, hemostasis, and crossmatching in veterinary laboratories », Vet Clin Pathol,‎ 2012;41(1): p. 8-17
↑ (en) Cornell University College of Veterinary Medicine, « Clinical pathology » (consulté le 2 février 2023)
↑ (en) Carraro, P. and M. Plebani, « Errors in a stat laboratory: Types and frequencies 10 years later », Clin Chem,‎ 2007; 53(7): p. 1338-1342.
↑ Lippi, G., A.M. Simundic, « The EFLM strategy for harmonization of the preanalytical phase », Clin Chem Lab Med,‎ 2018;56(10): p. 1660-1666.
↑ (en) Lippi, G., A. von Meyer, J. Cadamuro, A.M. Simundic, « Predict: A checklist for preventing preanalytical diagnostic errors in clinical trials », Clin Chem Lab Med,‎ 2020;58(4): p. 518-526
↑ ^{a et b} (en) NCCLS, Procedures for the collection of diagnostic blood specimens by venipuncture; Approved standard - Fifth edition. Document H3-A5. 2003, Wayne, PA, NCCLS, 2003
↑ (en) Jensen, T.L., M.K. Kiersgaard, D.B. Sorensen, and L.F. Mikkelsen, « Fasting of mice: A review », Lab Anim,‎ 2013;47(4): p. 225-240
↑ (en) Bartges, J.W. and C.A. Osborne, Influence of fasting and eating on laboratory values, in Current veterinary therapy XII, Philadephia, Saunders, 1995, p. 20-23
↑ ^{a et b} (en) Reynolds, B.S., C. Brosse, E. Jeunesse, D. Concordet, and H.P. Lefebvre, « Routine plasma biochemistry analytes in clinically healthy cats: Within-day variations and effects of a standard meal », J Feline Med Surg,‎ 2015;17: p. 468-475.
↑ (en) Singh, R., J.S. Rand, M. Coradini, and J.M. Morton, « Effect of acarbose on postprandial blood glucose concentrations in healthy cats fed low and high carbohydrate diets », J Feline Med Surg,‎ 2015;17(10): p. 848-857
↑ (en) Bellanger, S., O. Benrezzak, M.C. Battista, F. Naimi, S.M. Labbe, F. Frisch, F. Normand-Lauziere, N. Gallo-Payet, A.C. Carpentier, and J.P. Baillargeon, « Experimental dog model for assessment of fasting and postprandial fatty acid metabolism: Pitfalls and feasibility », Lab Anim,‎ 2015;49(3): p. 228-240.
↑ (en) Watson, A.D., D.B. Church, and A.J. Fairburn, « Postprandial changes in plasma urea and creatinine concentrations in dogs », Am J Vet Res,‎ 1981;42(11): p. 1878-1880.
↑ (en) Braun J.P., A. Perxachs, D. Pechereau and F. de La Farge, « Plasma cystatin C in the dog : reference values and variations with renal failure. », Comp Clin Path,‎ 2002;11:p. 44-49
↑ (en) Levine, S. and A. Saltzman, « Effects of coprophagy on serum urea and the weight of the gastrointestinal tract of fed or fasted rats », Lab Anim,‎ 1999;33(3): p. 265-268
↑ (en) Perego, R., D. Proverbio, and E. Spada, « Increases in heart rate and serum cortisol concentrations in healthy dogs are positively correlated with an indoor waiting-room environment », Vet Clin Pathol,‎ 2014;43(1): p. 67-71.
↑ (en) Rand, J.S., E. Kinnaird, A. Baglioni, J. Blackshaw, and J. Priest, « Acute stress hyperglycemia in cats is associated with struggling and increased concentrations of lactate and norepinephrine », J Vet Intern Med,‎ 2002;16(2): p. 123-132.
↑ (de) Kleinsorgen, A., C. Brandenburg, and H. Brummer, « Untersuchungen über den Einfluss von Zwangsmassnahmen auf Blutparameter bei Hauskatze », Berl Münch Tierärztl Wschr,‎ 1976;89: p. 358-360.
↑ (en) Reinhardt, V., D. Cowley, J. Scheffler, R. Vertein, and F. Wegner, « Cortisol response of female rhesus monkeys to venipuncture in homecage versus venipuncture in restraint apparatus », J Med Primatol,‎ 1990;19(6): p. 601-606.
↑ (en) Vachon, P. and J.P. Moreau, « Serum corticosterone and blood glucose in rats after two jugular vein blood sampling methods: Comparison of the stress response », Contemp Top Lab Anim Sci,‎ 2001;40(5): p. 22-24.
↑ (en) Reynolds, B.S., A. Geffre, N.H. Bourges-Abella, S. Vaucoret, M. Mourot, J.P. Braun, and C. Trumel, « Effects of intravenous, low-dose ketamine-diazepam sedation on the results of hematologic, plasma biochemical, and coagulation analyses in cats », J Am Vet Med Assoc,‎ 2012;240(3): p. 287-293.
↑ (en) Chloupek P., I. Bedanova, J. Chloupek and V. Vecerek, « Changes in selected biochemical indices resulting from various pre-sampling handling techniques in broilers Accession Number: 21569531 PMCID: PMC3113328 DOI: 10.1186/1751-0147-53-31 », Acta Vet Scand,‎ 2011;53(1):31
↑ (en) Suski, C.D., S.S. Killen, M.B. Morrissey, S.G. Lund, and B.L. Tufts, « Physiological changes in largemouth bass caused by live-release angling tournaments in Southeastern Ontario », Nth Amer J Fish Manag,‎ 2003;23: p. 760-769.
↑ (en) Casas-Diaz, E., I. Marco, J.R. Lopez-Olvera, G. Mentaberre, and S. Lavin, « Use of acepromazine for stress control in Spanish ibex (Capra pyrenaica) captured by drive-net », Vet J,‎ 2010;183(3): p. 332-336.
↑ (en) Marco, I. and S. Lavin, « Effect of the method of capture on the haematology and blood chemistry of red deer (Cervus elaphus) », Res Vet Sci,‎ 1999;66(2): p. 81-84.
↑ (en) Jensen, A.L., A. Wenck, J. Koch, and J.S. Poulsen, « Comparison of results of haematological and clinical chemical analyses of blood samples obtained from the cephalic and external jugular veins in dogs », Res Vet Sci,‎ 1994;56(1): p. 24-29.
↑ (en) Tvedten, H., M. Kopcia, and C. Haines, « Mixed venous and arterial blood in bovine coccygeal vessel samples for blood gas analysis », Vet Clin Pathol,‎ 2000;29(1): p. 4-6.
↑ ^{a et b} (en) Layssol-Lamour, C.J., F.A. Granat, A.M. Sahal, J.P. Braun, C. Trumel, and N.H. Bourges-Abella, « Improving the quality of EDTA-treated blood specimens from mice », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2022;99(99):p.1-7.
↑ (en) Lawler, D.F., R.D. Kealy, J.M. Ballam, and K.L. Monti, « Influence of fasting on canine arterial and venous blood gas and acid-base measurements », Vet Emerg Crit Care,‎ 1992;2: p. 80-84.
↑ (en) Ilkiw, J.E., R.J. Rose, and I.C. Martin, « A comparison of simultaneously collected arterial, mixed venous, jugular venous and cephalic venous blood samples in the assessment of blood-gas and acid-base status in the dog », J Vet Intern Med,‎ 1991;5(5): p. 294-298.
↑ (en) Guevara, J.L., K.M. Tobias, J.E. Stokes, X. Zhu, and R.A. Smith, « Effect of site of sample collection and prandial state on blood glucose concentrations measured with a portable blood glucose meter in healthy dogs », Am J Vet Res,‎ 2019;80(11): p. 995-1000
↑ (en) Fonseca, U.N., S.G. Nielsen, J. Hau, and A.K. Hansen, « Permanent catheterization of the carotid artery induces kidney infection and inflammation in the rat », Lab Anim,‎ 2010;44(1): p. 46-53.
↑ (en) Guarino, A.L., A.J. Specht, S.S.K. Beatty, and A.L. O'Kell, « Comparison of biochemical and hematologic values obtained via jugular venipuncture and peripheral intravenous catheters in dogs », J Vet Intern Med,‎ 2022;36(5): p. 1628-1640
↑ (en) May, M.L., R.D. Nolen-Walston, M.E. Utter, and R.C. Boston, « Comparison of hematologic and biochemical results on blood obtained by jugular venipuncture as compared with intravenous catheter in adult horses », J Vet Intern Med,‎ 2010;24(6): p. 1462-1466.
↑ (en) Solbak, S., S.E. Epstein, and K. Hopper, « Influence of needle gauge used for venipuncture on measures of hemostasis in cats », J Feline Med Surg,‎ 2019;21(2): p. 143-147.
↑ ^{a et b} (en) Shin, D., A. Nam, K.H. Song, and K.W. Seo, « Influence of needle gauge and venepuncture difficulty on thromboelastography in healthy cats », J Feline Med Surg,‎ 2019;21(8): p. 708-713
↑ (en) Steiner, V., I. Schwendenwein, I.A. Burgener, M. Pagitz, A. Tichy, and N. Luckschander-Zeller, « Comparison of the effects of open-tube and evacuated tube-assisted sampling methods on thromboelastography variables for blood samples from healthy dogs », Am J Vet Res,‎ 2021;83(3): p. 239-244
↑ (en) Walker, J.M., R.M. Hanel, B.D. Hansen, and A.A. Motsinger-Reif, « Comparison of venous sampling methods for thromboelastography in clinically normal dogs », Am J Vet Res,‎ 2012;73(12): p. 1864-1870
↑ (en) Fayolle, P., H. Lefebvre, and J.P. Braun, « Effects of incorrect venepuncture on plasma creatine-kinase activity in dog and horse », Br Vet J,‎ 1992;148(2): p. 161-162.
↑ (en) Launay, M., L. Blond, A. Geffre, C. Trumel, and C. Layssol-Lamour, « Effect of needle gauge on pain and specimen quality of ultrasound-guided fine needle sampling without aspiration of the canine spleen », Vet Radiol Ultrasound,‎ 2023;64(4)::p. ??-??.
↑ (en) Granat, F., A. Geffré, J.P. Braun, and C. Trumel, « Comparison of platelet clumping and complete blood count results with Sysmex XT-2000iV in feline blood sampled on EDTA or EDTA plus CTAD (citrate, theophylline, adenosine, and dipyridamole) », J Fel Med Surg,‎ 2011;13: p. 953-958.
↑ (en) Ceron, J.J., S. Martinez-Subiela, C. Hennemann, and F. Tecles, « The effects of different anticoagulants on routine canine plasma biochemistry », Vet J,‎ 2004;167(3): p. 294-301.
↑ (en) Sharif, M.T., M.A. Mahabadi, S. Moshfeghi, H. Sharifi, S.M. Hoseini, and S.M. Alavi, « Artifactual changes in hematological variables in equine blood samples stored at different temperatures and various anticoagulants », Comp Clin Path,‎ 2012;21: p. 449-452.
↑ (en) Mohammadi, V., E. Anassori, and M. Zeynali, « Influence of different anticoagulants on plasma biochemical analytes of buffalo: Serum vs. Plasma », Revue Med Vet,‎ 2019;170(1-3): p. 38-42.
↑ (en) Kamali, H. and M. Mohri, « Effects of heparin, citrate, and EDTA on plasma biochemistry of cat: Comparison with serum », Revue Med Vet,‎ 2015;166: p. 275-279
↑ (en) Mohri, M., H.R. Moosavian, and M.J. Hadian, « Plasma biochemistry of one-humped camel (camelus dromedarius): Effects of anticoagulants and comparison with serum », Res Vet Sci,‎ 2008;85(3): p. 554-558
↑ (en) Morris, J.D., J.M. Fernandes, A.M. Chapa, L.R. Gentry, K.E. Thorn, and T.M. Weick, « Effects of sample handling, processing, storage, and hemolysis on measurements of key energy metabolites in ovine blood. », Small Rumin Res,‎ 2002;43: p. 157-166.
↑ (en) Fouche, N., J.H. van der Kolk, R.M. Bruckmaier, I. Luz, G. Foerster, and V. Gerber, « Venipuncture does not affect adrenocorticotropic hormone concentration in horses », Vet Rec,‎ 2015;177(9): p. 223-224.
↑ (en) Takahashi, K., T. Shima, M. Soya, L.K. Oharomari, M. Okamoto, and H. Soya, « Differences in exercise capacity and physiological responses in Wistar rats among breeders », Exp Anim,‎ 2021;70(4): p. 508-513
↑ (en) Marcet Rius, M., A. Cozzi, C. Bienboire-Frosini, E. Teruel, C. Chabaud, P. Monneret, J. Leclercq, C. Lafont-Lecuelle, and P. Pageat, « Providing straw to allow exploratory behaviour in a pig experimental system does not modify putative indicators of positive welfare: Peripheral oxytocin and serotonin », Animal,‎ 2018;12(10): p. 2138-2146.
↑ (en) Ayala-Lopez, N., S.E. Conklin, B.J. Tenney, M. Ness, and M.A. Marzinke, « Comparative evaluation of blood collection tubes for clinical chemistry analysis », Clin Chim Acta,‎ 2021;520: p. 118-12
↑ (en) Granat, F., C. Monzali, E. Jeunesse, M. Guerlin, C. Trumel, A. Geffre, and N. Bourges-Abella, « Comparison of different anticoagulant associations on haemostasis and biochemical analyses in feline blood specimens », J Feline Med Surg,‎ 2017;19(4): p. 394-402.
↑ (en) Granat, F.A., A. Geffre, L.A. Lucarelli, J.D. Braun, C. Trumel, and N.H. Bourges-Abella, « Evaluation of CTAD (citrate-theophylline-adenosine-dipyridamole) as a universal anticoagulant in dogs », J Vet Diagn Invest,‎ 2017;29(5):p. 676–682
↑ (en) Domingos, M.C., C. Medaille, D. Concordet, and A. Briend-Marchal, « Is it possible to use expired tubes for routine biochemical analysis in dogs? », Vet Clin Pathol,‎ 2012;41(2): p. 266-271.
↑ (en) Reynolds, B.S., K.G. Boudet, M.R. Faucher, A. Geffre, C. Germain, and H.P. Lefebvre, « Comparison of a new blood sampling device with the vacuum tube system for plasma and hematological analyses in healthy dogs », J Am Anim Hosp Assoc,‎ 2008;44(2): p. 51-59.
↑ (en) Johnstone, I.B., « The importance of accurate citrate to blood ratios in the collection of canine blood for hemostatic testing. », Can Vet J,‎ 1993;34: p. 627-629.
↑ (en) Penny, R.H.C. and C.H. Carlisle, « Some observations on the effect of the concentration of ethylene diamine tetraacetic acid (EDTA) on the packed cell volume of domesticated animals », Br Vet J,‎ 1970;126: p. 383-338
↑ (en) Arnold, J.E., « Hematology of the sandbar shark, Carcharhinus plumbeus: Standardization of complete blood count techniques for elasmobranchs », Vet Clin Pathol,‎ 2005;34(2): p. 115-123
↑ (en) Layssol-Lamour, C., T. Lavabre, J.P. Braun, C. Trumel, and N. Bourges-Abella, « The effects of storage at 4°C and 20°C on the hemograms of C57BL/6 mice and Wistar rats using the Idexx Procyte DX and blood smear evaluations », Vet Clin Pathol,‎ 2019;48(4): p. 652-667
↑ (en) Furlanello, T., S. Tasca, M. Caldin, E. Carli, C. Patron, M. Tranquillo, G. Lubas, and L. Solano-Gallego, « Artifactual changes in canine blood following storage, detected using the Advia 120 hematology analyzer », Vet Clin Pathol,‎ 2006;35(1): p. 42-46
↑ (en) Weissenbacher, S., B. Riond, R. Hofmann-Lehmann, and H. Lutz, « Evaluation of a novel haematology analyser for use with feline blood », Vet J,‎ 2011;187(3): p. 381-387
↑ (en) Granat, F., A. Geffre, N. Bourges-Abella, J.P. Braun, and C. Trumel, « Changes in haematology measurements with the Sysmex XT-2000iV during storage of feline blood sampled in EDTA or EDTA plus CTAD », J Feline Med Surg,‎ 2013;15(6): p. 433-444
↑ (en) Pastor, J., R. Cuenca, R. Velarde, L. Vinas, and S. Lavin, « Evaluation of a hematology analyzer with canine and feline blood », Vet Clin Pathol,‎ 1997;26(3): p. 138-147
↑ (en) Warren, A.L., T. Stokol, K.G. Hecker, and D.V. Nydam, « Storage-associated changes in the bovine hemogram with the Advia 120 hematology analyzer », Comp Clin Path,‎ 2013;22: p. 135-140.
↑ (en) Kennedy, S.A., P.D. Constable, I. Sen, and L. Couetil, « Effects of syringe type and storage conditions on results of equine blood gas and acid-base analysis », Am J Vet Res,‎ 2012;73(7): p. 979-987
↑ (en) Ehsani, A., A. Afshari, H. Bahadori, M. Mohri, and H.A. Seifi, « Serum constituents analyses in dairy cows: Effects of duration and temperature of the storage of clotted blood », Res Vet Sci,‎ 2008;85(3): p. 473-475
↑ Fontaine, M., N. Hamelin, and M. Paradis, « Stabilité des paramètres sanguins en fonction du temps, des conditions d'entreposage et de transport chez le chien », Med Vét Québec,‎ 1986;16(4): p. 157-164
↑ (en) Collicutt, N.B., B. Garner, R.D. Berghaus, M.S. Camus, and K. Hart, « Effect of delayed serum separation and storage temperature on serum glucose concentration in horse, dog, alpaca, and sturgeon », Vet Clin Pathol,‎ 2015;44(1): p. 120-127
↑ (en) Thoresen, S.I., A. Tverdal, G. Havre, and H. Morberg, « Effects of storage time and freezing temperature on clinical chemical parameters from canine serum and heparinized plasma », Vet Clin Pathol,‎ 1995;24(4): p. 129-133
↑ (en) Hirano, T., T. Yoneyama, H. Matsuzaki, and T. Sekine, « Simple method for preparing a concentration gradient of serum components by freezing and thawing », Clin Chem,‎ 1991;37(7): p. 1225-1229
↑ (en) Blincoe, C. and D.W. Marble, « Storage stability of some bovine plasma enzymes », Am J Vet Res,‎ 1985;46(6): p. 1242-1244
↑ (en) Martins, P.G.M.A., P. Moriel, and J.D. Arthington, « Effects of storage temperature and repeated freeze-thaw cycles on stability of bovine plasma concentrations of haptoglobin and ceruloplasmin », J Vet Diagn Invest,‎ 2017;29(5): p. 738-740
↑ (en) Reynolds, B., B. Taillade, C. Medaille, F. Palenche, C. Trumel, and H.P. Lefebvre, « Effect of repeated freeze-thaw cycles on routine plasma biochemical constituents in canine plasma », Vet Clin Pathol,‎ 2006;35(3): p. 339-340
↑ (en) Cordero, M., B.W. Brorsen, and D. McFarlane, « Circadian and circannual rhythms of cortisol, ACTH, and alpha-melanocyte-stimulating hormone in healthy horses », Domest Anim Endocrinol,‎ 2012;43(4): p. 317-324.
↑ ^{a et b} (en) Urbanski, H.F., J.L. Downs, V.T. Garyfallou, J.A. Mattison, M.A. Lane, G.S. Roth, and D.K. Ingram, « Effect of caloric restriction on the 24-hour plasma DHEAS and cortisol profiles of young and old male rhesus macaques », . Ann N Y Acad Sci,‎ 2004;1019: p. 443-447.
↑ (en) Paramastri, Y., F. Royo, J. Eberova, H.E. Carlsson, D. Sajuthi, A.L. Fernstrom, J. Pamungkas, and J. Hau, « Urinary and fecal immunoglobulin A, cortisol and 11-17 dioxoandrostanes, and serum cortisol in metabolic cage housed female cynomolgus monkeys (Macaca fascicularis) », J Med Primatol,‎ 2007;36(6): p. 355-364.
↑ (en) Bertani, S., L. Carboni, A. Criado, F. Michielin, L. Mangiarini, and E. Vicentini, « Circadian profile of peripheral hormone levels in Sprague-Dawley rats and in common marmosets (Callithrix jacchus) », In Vivo,‎ 2010;24(6): p. 827-836.
↑ (en) Gallo, P.V. and J. Weinberg, « Corticosterone rhythmicity in the rat: Interactive effects of dietary restriction and schedule of feeding », J Nutr,‎ 1981;111(2): p. 208-218.
↑ (en) Ohkura, N., K. Oishi, Y. Sekine, G. Atsumi, N. Ishida, J. Matsuda, and S. Horie, « Comparative study of circadian variation in numbers of peripheral blood cells among mouse strains: Unique feature of C3H/HeN mice. », Biol Pharm Bull,‎ 2007;30(6): p. 1177-1180.
↑ (en) Johnston, S.D. and E.C. Mather, « Canine plasma cortisol (hydrocortisone) measured by radioimmunoassay: Clinical absence of diurnal variation and results of ACTH stimulation and dexamethasone suppression tests », Am J Vet Res,‎ 1978;39(11): p. 1766-1770.
↑ (en) Johnston, S.D. and E.C. Mather, « Feline plasma cortisol (hydrocortisone) measured by radioimmunoassay », Am J Vet Res,‎ 1979;40(2): p. 190-192.
↑ (en) Giannetto, C., S. Casella, E. Giudice, S. Marafioti, F. Fazio, and G. Piccione, « Daily rhythms of acute phase proteins in cattle under different natural environmental conditions », Livestock Sci,‎ 2012;149: p. 195-200.
↑ (en) Widenhorn, N.I., M.C. Scaliglione, F.M. Tomatis, A.L. Sartore, and R.D. Cerutti, « Endogenous haematological rhythm in dogs », Comp Clin Path,‎ 2011;20: p. 491-499.
↑ Giudicea, E., C. Gianetto, F. Fazio, and G. Piccione, « Daily rhythm of creatinine in dog: Clinical and diagnostic significance », Biol Rhythm Res,‎ 2009;40: p. 181-187.
↑ (en) Nollens, H.H., T.R. Robeck, T.L. Schmitt, L.L. Croft, S. Osborn, and J.F. McBain, « Effect of age, sex, and season on the variation in blood analytes of a clinically normal ex situ population of killer whales (Orcinus orca) », Vet Clin Pathol,‎ 2019;48(1): p. 100-113.
↑ (en) Suzuki, M., K. Banno, T. Usui, N. Funasaka, T. Segawa, T. Kirihata, H. Kamisako, K. Ueda, and A. Munakata, « Seasonal changes in plasma levels of thyroid hormones and the effects of the hormones on cellular atp content in common bottlenose dolphin », Gen Comp Endocrinol,‎ 2018;262: p. 20-26.
↑ (de) Strasser, A., M. Seiser, V. Heizmann, and H. Niedermüller, « Einfluss der Jahreszeit auf hämatologische und klinische Parameter in einer Beagleskohorte », Kleintierpraxis,‎ 2001;46(12): p. 793-804.
↑ (en) Yokus, B. and U.D. Cakir, « Seasonal and physiological variations in serum chemistry and mineral concentrations in cattle », Biol Trace Elem Res,‎ 2006;109(3): p. 255-266.
↑ (en) Videan, E.N., C.B. Heward, J. Fritz, J. Murphy, C. Cortez, and Y. Su, « Relationship between sunlight exposure, housing condition, and serum vitamin d and related physiologic biomarker levels in captive chimpanzees (Pan troglodytes) », Comp Med,,‎ 2007;57(4): p. 402-406.
↑ (en) Kuehnel, F., J. Grohmann, U. Buchwald, G. Koeller, D. Teupser, and A. Einspanier, « Parameters of haematology, clinical chemistry and lipid metabolism in the common marmoset and alterations under stress conditions », J Med Primatol,‎ 2012;41(4): p. 241-250.
↑ (en) Mendoza, S.P., M.R. Hennessy, and D.M. Lyons, « Distinct immediate and prolonged effects of separation on plasma cortisol in adult female squirrel monkeys », Psychobiology,‎ 1992;20: p. 300-306.
↑ (en) Norcross, J.L. and J.D. Newman, « Effects of separation and novelty on distress vocalizations and cortisol in the common marmoset (Callithrix jacchus) », Am J Primatol,‎ 1999;47(3): p. 209-222.
↑ (en) Tsai, P.P., U. Pachowsky, H.D. Stelzer, and H. Hackbarth, « Impact of environmental enrichment in mice. 1: Effect of housing conditions on body weight, organ weights and haematology in different strains », Lab Anim,‎ 2002;36(4): p. 411-419.
↑ (en) Marashi, V., A. Barnekow, E. Ossendorf, and N. Sachser, « Effects of different forms of environmental enrichment on behavioral, endocrinological, and immunological parameters in male mice », Horm Behav,‎ 2003;43(2): p. 281-292.
↑ (en) Spangenberg, E.M.F., L. Björklund, and K. Dahlborn, « Outdoor housing of laboratory dogs : Effects on activity, behavioour, and physiology », Appl Anim Behav Sci,‎ 2006;96:p. 260-276
↑ (en) Grelet, C., V. Vanden Dries, J. Leblois, J. Wavreille, L. Mirabito, H. Soyeurt, S. Franceschini, N. Gengler, Y. Brostaux, C. HappyMoo, and F. Dehareng, « Identification of chronic stress biomarkers in dairy cows », Animal, 2022. 16(5): p. 100502.,‎ 2022;16(5): p. 100502.
↑ (en) Raghavan, R.P., S.K. Panicker, and B. Vakayil, « Effect of stress on the production performance, hematology and gastrointestinal enzymes in broilers », Philipp J Vet Anim Sci,‎ 2012;38: p. 134-140
↑ (en) Uarquin, D.G., J.S. Meyer, F.P. Cardenas, and M.J. Rojas, « Effect of overcrowding on hair corticosterone concentrations in juvenile male Wistar rats », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2016;55(6): p. 749-755
↑ (en) Eicher, S.D., D.C. Lay, Jr., J.D. Arthington, and M.M. Schutz, « Effects of rubber flooring during the first 2 lactations on production, locomotion, hoof health, immune functions, and stress », J Dairy Sci,‎ 2013;96(6): p. 3639-3651.
↑ (en) Guo, Y., Y. Wang, Z. Liu, X. Guo, Y. Deng, Q. Ouyang, H. Liu, S. Hu, B. Hu, L. Li, H. He, L. Xia, R. Zhang, and J. Wang,, « Effects of rearing systems on production performance, antioxidant capacity and immune status of meat ducks at different ages », Animal,‎ 2021;15(7): p. 100199
↑ (en) Zutshi, B., S.G. Prasad, and R. Nagaraja, « Alteration in hematology of labeo rohita under stress of pollution from lakes of Bangalore, Karnataka, India », Environ Monit Assess,‎ 2010;168(1-4): p. 11-19
↑ (en) da Silva, E.B., S.A. da Silva Correa, D.M. de Souza Abessa, B.F.X. da Silva, D. Rivero, and R. Seriani, « Mucociliary transport, differential white blood cells, and cyto-genotoxicity in peripheral erythrocytes in fish from a polluted urban pond », Environ Sci Pollut Res Int,‎ 2018;25(3): p. 2683-2690
↑ (en) Yadav, B., V. Pandey, S. Yadav, Y. Singh, V. Kumar, and R. Sirohi, « Effect of misting and wallowing cooling systems on milk yield, blood and physiological variables during heat stress in lactating Murrah buffalo », J Anim Sci Technol,‎ 2016;58:2
↑ (en) Hamzaoui, S., A.A. Salama, E. Albanell, X. Such, and G. Caja, « Physiological responses and lactational performances of late-lactation dairy goats under heat stress conditions », J Dairy Sci,‎ 2013;96(10): p. 6355-6365
↑ (en) Macias-Cruz, U., M.A. Lopez-Baca, R. Vicente, A. Mejia, F.D. Alvarez, A. Correa-Calderon, C.A. Meza-Herrera, M. Mellado, J.E. Guerra-Liera, and L. Avendano-Reyes, « Effects of seasonal ambient heat stress (spring vs. summer) on physiological and metabolic variables in hair sheep located in an arid region », Int J Biometeorol,‎ 2016;60(8): p. 1279-1286
↑ (en) Tarrant, P.V., F.J. Kenny, D. Harrington, and M. Murphy, « Long distance transportation of steers to slaughter: Effect of stocking density on physiology, behaviour and carcass quality », Livestock Prod Sci,‎ 1992;30: p. 223-228.
↑ (en) Sommavilla, R., L. Faucitano, H. Gonyou, Y. Seddon, R. Bergeron, T. Widowski, T. Crowe, L. Connor, M.B. Scheeren, S. Goumon, and J. Brown, « Season, transport duration and trailer compartment effects on blood stress indicators in pigs: Relationship to environmental, behavioral and other physiological factors, and pork quality traits », Animals (Basel),‎ 2017;7(2):7020008
↑ (en) Bejaei, M. and K.M. Cheng, « A survey of current ostrich handling and transport practices in North America with reference to ostrich welfare and transportation guidelines set up in other countries », Poult Sci,‎ 2014;93(2): p. 296-306.
↑ (en) Kim, C.Y., J.S. Han, T. Suzuki, and S.S. Han, « Indirect indicator of transport stress in hematological values in newly acquired cynomolgus monkeys », J Med Primatol,‎ 2005;34(4): p. 188-192.
↑ (en) Stull, C.L. and A.V. Rodiek, « Physiological responses of horses to 24 hours of transportation using a commercial van during summer conditions », J Anim Sci,‎ 2000;78(6): p. 1458-1466
↑ (en) Chanoit, G.P., D. Concordet, H.P. Lefebvre, K. Orcel, and J.P. Braun, « Exercise does not induce major changes in plasma muscle enzymes, creatinine, glucose and total protein concentrations in untrained Beagle dogs », J Vet Med A,‎ 2002;49(4): p. 222-224.
↑ (en) Casella, S., F. Fazio, C. Russo, E. Giudice, and G. Piccione, « Acute phase proteins response in hunting dogs », J Vet Diagn Invest,‎ 2013;25(5): p. 577-580
↑ (en) McKenzie, E.C., E. Jose-Cunilleras, K.W. Hinchcliff, T.C. Holbrook, C. Royer, M.E. Payton, K. Williamson, S. Nelson, M.D. Willard, and M.S. Davis, « Serum chemistry alterations in Alaskan sled dogs during five successive days of prolonged endurance exercise », J Am Vet Med Assoc,‎ 2007;230(10): p. 1486-1492
↑ (en) Flethoj, M., J.K. Kanters, M.M. Haugaard, P.J. Pedersen, H. Carstensen, J.D. Balling, L.H. Olsen, and R. Buhl, « Changes in heart rate, arrhythmia frequency, and cardiac biomarker values in horses during recovery after a long-distance endurance ride », J Am Vet Med Assoc,‎ 2016;248(9): p. 1034-1042
↑ (en) Snow, D.H., R.C. Harris, and E. Stuttard, « Changes in haematology and plasma biochemistry during maximal exercise in Greyhounds », Vet Record,‎ 1988;123: p. 487-489
↑ (en) Kedzierski, W., « Changes in plasma leptin concentration during different types of exercises performed by horses », Animal,,‎ 2014;8(9): p. 1456-1461
↑ (en) Gunther-Harrington, C.T., R. Arthur, K. Estell, B. Martinez Lopez, A. Sinnott, E. Ontiveros, A. Varga, and J.A. Stern, « Prospective pre- and post-race evaluation of biochemical, electrophysiologic, and echocardiographic indices in 30 racing thoroughbred horses that received furosemide », BMC Vet Res,‎ 2018;14(1): 18
↑ (en) Downs, L.G., S.M. Crispin, V. LeGrande-Defretin, G. Perez-Camargo, T. McCappin, and C.H. Bolton, « The influence of lifestyle and diet on the lipoprotein profile of border collies », Res Vet Sci,‎ 1997;63(1): p. 35-42
↑ (en) Spoo, J.W., D.L. Zoran, R.L. Downey, K. Bischoff, and J.J. Wakshlag, « Serum biochemical, blood gas and antioxidant status in search and rescue dogs before and after simulated fieldwork », Vet J,‎ 2015;206(1): p. 47-53
↑ (en) Bergfelt, D.R., S. Davis, A. Conan, M. Martinez, M. Vences, R. Canales, and R. Sanchez-Okrucky, « Plasma concentrations of corticosteroids associated with performance-based physical activities in bottlenose dolphins », J Zoo Aquat Res,‎ 2020;8:p. 152-158
↑ Passive immune transfer in puppies, « Chastant S. and H. Mila », Anim Reprod Sci,‎ 2019;207:p. 162-170
↑ (en) Bush, L.J. and T.E. Staley, « Absorption of colostral immunoglobulins in newborn calves. », J Dairy Sci,‎ 1980;63(4): p. 672-680
↑ ^{a et b} (en) Braun, J.P., D. Tainturier, P. Bezille, I. Raviart, and A.G. Rico, « Transfer of gamma-glutamyltransferase from mother colostrum to newborn goat and foal », Enzyme,‎ 1984;31(4): p. 193-196
↑ Braun, J.P., D. Tainturier, C. Laugier, P. Benard, J.P. Thouvenot, and A.G. Rico, « Early variations of blood plasma gamma-glutamyl transferase in newborn calves--a test of colostrum intake », J Dairy Sci,‎ 1982;65(11): p. 2178-2181
↑ ^{a et b} Bouda, J., V. Dvorak, E. Minksovar, and R. Dvorak,, « The activities of GOT, gamma-GT, alkaline phosphatase in blood of cows and their calves fed from buckets », Acta Vet (Brno),‎ 1980;49(3-4):p. 193-198
↑ (en) Lucena, S., A.V. Coelho, A. Munoz-Prieto, S.I. Anjo, B. Manadas, E.S.F. Capela, E. Lamy, and A. Tvarijonaviciute, « Changes in the salivary proteome of beagle dogs after weight loss », Domest Anim Endocrinol,‎ 2020;72:106474
↑ (en) Vanacker, N., C.L. Girard, R. Blouin, and P. Lacasse, « Effects of feed restriction and supplementary folic acid and vitamin b12 on immune cell functions and blood cell populations in dairy cows », Animal,‎ 2020;14(2): p. 339-345
↑ (en) Downs, J.L., J.A. Mattison, D.K. Ingram, and H.F. Urbanski, « Effect of age and caloric restriction on circadian adrenal steroid rhythms in rhesus macaques », Neurobiol Aging,‎ 2008;29(9): p. 1412-1422
↑ (en) E. L. De Vrij, H. R. Bouma, R. H. Henning and S. T. Cooper, « Hibernation and hemostasis », Front Physiol,‎ 2023;14:1207003
↑ (en) A. M. Frobert, C. G. Nielsen, M. Brohus, J. Kindberg, O. Frobert and M. T. Overgaard, « Hypothyroidism in hibernating brown bears », Thyroid Res,‎ 2023;16(1):p. 3
↑ (en) P. Stenvinkel, O. Frobert, B. Anderstam, F. Palm, M. Eriksson, A. C. Bragfors-Helin, et al., « Metabolic changes in summer active and anuric hibernating free-ranging brown bears (Ursus arctos) », PLoS One,‎ 2013;8(9):p. e72934
↑ (en) Higami, Y., H. Yamaza, and I. Shimokawa, « Laboratory findings of caloric restriction in rodents and primates », Adv Clin Chem,‎ 2005;39: p. 211-237
↑ (en) Black, A., D.B. Allison, S.A. Shapses, E.M. Tilmont, A.M. Handy, D.K. Ingram, G.S. Roth, and M.A. Lane, « Calorie restriction and skeletal mass in rhesus monkeys (Macaca mulatta): Evidence for an effect mediated through changes in body size », J Gerontol A Biol Sci Med Sci,‎ 2001;56(3): p. b98-107
↑ (en) Engelking, L.R, « Equine fasting hyperbilirubinemia. Adv Vet Sci Comp Med, 1993. 37: p. 115-125. », Adv Vet Sci Comp Med,‎ 1993;37: p. 115-125
↑ (en) Freestone, J.F., K.J. Wolfsheimer, R.B. Ford, G. Church, and R. Bessin, « Triglyceride, insulin, and cortisol responses of ponies to fasting and dexamethasone administration », J Vet Intern Med,‎ 1991;5(1): p. 15-22
↑ (en) Cornelius, C.E., P.A. Rodgers, M.L. Bruss, and C.E. Ahlfors, « Characterization of Gilbert-like syndrome in squirrel monkeys (Saimiri sciureus) », J Med Primatol,‎ 1985;14(2): p. 59-74
↑ (en) Bauer, S. A.; Leslie, K. E.; Pearl, D. L.; Fournier, J.; Turner, P. V.,, « Survey of prevalence of overweight body condition in laboratory‐housed cynomolgus macaques (Macaca fascicularis) », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2010;49(4):407‐414
↑ (en) Sterck, E. H. M.; Zijlmans, D. G. M.; de Vries, H.; van den Berg, L. M.; van Schaik, C. P.; Langermans, J. A.M., « Determining overweight and underweight with a new weight‐for‐height index in captive group‐housed macaques », Am J Primatol,‎ 2019;81(6):e22996
↑ (en) Wu, D.; Yue, F.; Zhang, Y. A., « The changes of glucose and lipid metabolism in overweight middle‐aged cynomolgus monkeys », J Med Primatol,‎ 2012;41(6):349‐355
↑ (en) T. O. Martins, R. C. Ramos, G. Possidonio, M. R. M. Bosculo, P. L. Oliveira, L. R. Costa, et al., « Feline obesity causes hematological and biochemical changes and oxidative stress - a pilot study », Vet Res Commun,‎ 2022;47:p. 167-177
↑ (en) G. M. Forster, J. Stockman, N. Noyes, A. L. Heuberger, C. D. Broeckling, C. M. Bantle, et al., « A Comparative Study of Serum Biochemistry, Metabolome and Microbiome Parameters of Clinically Healthy, Normal Weight, Overweight, and Obese Companion Dogs », Top Companion Anim Med,‎ 2018;33(4):p. 126-135
↑ F. de La Farge, A. Vuillaume, S. Durand, J. P. Braun, P. Valdiguié and A. G. Rico, « Lipides et lipoprotéines plasmatiques de l'oie des Landes (Anser anser): valeurs usuelles avant gavage et effets du gavage », Revue Méd Vét,‎ 1989;140(6): p. 511-516
↑ (en) Blois, S. L., D. G. Allen, R. D. Wood and P. D. Conlon, « Effects of aspirin, carprofen, deracoxib, and meloxicam on platelet function and systemic prostaglandin concentrations in healthy dogs », Am J Vet Res,‎ 2010;71(3):p. 349-358.
↑ (en) Brainard, B. M., C. P. Meredith, M. B. Callan, S. C. Budsberg, F. S. Shofer, B. Driessen and C. M. Otto, « Changes in platelet function, hemostasis, and prostaglandin expression after treatment with nonsteroidal anti-inflammatory drugs with various cyclooxygenase selectivities in dogs. Am J Vet Res 68(3): 251-257. », Am J Vet Res,‎ 2007;68(3):p. 251-257
↑ (en) Dijkstra, B., D. S. Guzman, K. Gustavsen, S. D. Owens, C. Hass, P. H. Kass and J. R. Paul-Murphy, « Renal, gastrointestinal, and hemostatic effects of oral administration of meloxicam to Hispaniolan Amazon parrots (Amazona ventralis) », Am J Vet Res,‎ 2015;76(4):p. 308-317
↑ (en) Braun, J. P., J. F. Guelfi, J. P. Thouvenot and A. G. Rico, « Haematological and biochemical effects of a single intramuscular dose of 6 alpha-methylprednisolone acetate in the dog », Res Vet Sci,‎ 1981;31(2):p. 236-238
↑ (en) Adamama-Moraitou K.K., M. N. Saridomichelakis, Z. Polizopoulou, M. Kritsepi, A. Tsompanakou and A. F. Koutinas, « Short-term exogenous glucocorticosteroidal effect on iron and copper status in canine leishmaniasis (Leishmania infantum) », Can J Vet Res,‎ 2005;69(4):p. 287-292
↑ (en) Hermans, M., M. Charalambous, A. Pakozdy, U. Eisl-Glantschnigg, J. Nessler, S. A. Van Meervenne, G. Serrano, I. Cornelis, L. Van Ham, D. Paepe, B. J. Broeckx and S. F. Bhatti, « Evaluation of the effect of phenobarbital administration on the biochemistry profile, with a focus on serum liver values, in epileptic cats », J Feline Med Surg,‎ 2022;24(6): 530-538
↑ (en) Gieger, T. L., G. Hosgood, J. Taboada, K. J. Wolfsheimer and P. B. Mueller, « Thyroid function and serum hepatic enzyme activity in dogs after phenobarbital administration », J Vet Intern Med,‎ 2000;14(3):p. 277-281
↑ (en) Ortin-Bustillo, A., G. R. Vidal, D. E. Tortosa, M. Lopez-Arjona, C. P. Rubio, J. J. Ceron, A. Munoz-Prieto, L. Pardo-Marin, M. J. Lopez-Martinez, M. Botia, S. Martinez-Subiela, A. Tvarijonaviciute and F. Tecles, « Automated assays for trace elements and ferritin measurement in saliva of pigs: Analytical validation and a pilot application to evaluate different iron status », Res Vet Sci,‎ 2022;152:p. 410-416
↑ (en) Eisa, A. M. and L. S. Elgebaly, « Effect of ferrous sulphate on haematological, biochemical and immunological parameters in neonatal calves », Vet Ital,‎ 2010;46(3):p. 329-335
↑ (en) S. Getawa, M. Aynalem, M. Melku and T. Adane, « Blood specimen rejection rate in clinical laboratory: A systematic review and meta-analysis », Pract Lab Med,‎ 2023;33:e00303
↑ (en) Norman E.J., R. C. Barron, A. S. Nash and R. B. Clampitt, « Prevalence of low automated platelet counts in cats: comparison with prevalence of thrombocytopenia based on blood smear estimation », Vet Clin Pathol,‎ 2001;30(3):p. 137-140
↑ (en) Granat F., A. Geffré, J. P. Braun and C. Trumel, « Comparison of platelet clumping and complete blood count results with Sysmex XT-2000iV in feline blood sampled on EDTA or EDTA plus CTAD (Citrate, Theophylline, Adenosine, and Dipyridamole) », J Fel Med Surg,‎ 2011;13:p. 953-958
↑ (en) Clark P, Mogg TD, Tvedten HW, Korcal D., « Artifactual changes in equine blood following storage, detected using the Advia 120 hematology analyzer. », Vet Clin Pathol,‎ 2002;31:90‐94
↑ Olsen AK, Bladbjerg EM, Jensen AL, Hansen AK, « Effect of pre‐analytical handling on haematological variables in minipigs », Lab Anim,‎ 2001;35:p. 147‐152.
↑ (en) Furlanello T, Tasca S, Caldin M, et al., « Artifactual changes in canine blood following storage, detected using the ADVIA 120 hematology analyzer », Vet Clin Pathol,‎ 2006;35:p. 42‐46
↑ (en) Ho C. K. M., C. Chen, J. W. S. Setoh, W. W. T. Yap and R. C. W. Hawkins, « Optimization of hemolysis, icterus and lipemia interference thresholds for 35 clinical chemistry assays », Pract Lab Med,‎ 2021;25:e00232
↑ (en) Jacobs, R. M., J. H. Lumsden and E. Grift, « Effect of bilirubinemia, hemolysis, and lipemia on clinical chemistry analytes in bovine, canine, equine, and feline sera », Can Vet J,‎ 1992;33:p. 605-608.
↑ (en) Lippi G., N. Blanckaert, P. Bonini, S. Green, S. Kitchen, V. Palicka, et al., « Haemolysis: an overview of the leading cause of unsuitable specimens in clinical laboratories », Clin Chem Lab Med,‎ 2008;46(6):p. 764-772
↑ (en) T. Badrick, H. Barden, S. Callen, G. Dimeski, S. Gay, P. Graham, et al., « Consensus statement for the management and reporting of haemolysed specimens », Clin Biochem Rev,‎ 2016;37(4):p 140-142
↑ (en) Dorner, J. L., W. E. Hoffmann and M. M. Filipov, « Effect of in vitro hemolysis on values for certain porcine serum constituents », Vet Clin Pathol,‎ 1983;12(1):p. 15-19
↑ (en) Benson, K. G., J. Paul-Murphy and P. MacWilliams, « Effects of hemolysis on plasma electrolyte and chemistry values in the common green iguana (Iguana iguana) », J Zoo Wildl Med,‎ 1989;30(3):p. 413-415.
↑ (en) Hawkins, M. G., P. H. Kass, J. G. Zinkl and L. A. Tell, « Comparison of biochemical values in serum and plasma, fresh and frozen plasma, and hemolyzed samples from orange-winged Amazon parrots (Amazona amazonica) », Vet Clin Pathol,‎ 2006;35(2):p. 219-225
↑ (en) O'Neill, S. L. and B. F. Feldman, « Hemolysis as a factor in clinical chemistry and hematology of the dog », .Vet Clin Pathol,‎ 1989;18(3):p. 58-68
↑ Payrière, M., H. Lefebvre and J. P. Braun, « Effets du délai avant centrifugation et de l'hémolyse sur l'activité de la créatine-kinase plasmatique chez le cheval et le chien », Revue Méd Vét,‎ 1991;142'10):p. 749-751
↑ (en) Fernández Prendes C., M. J. Castro Castro, L. Sánchez Navarro, L. Rapún Mas, C. Morales Indiano and T. Arrobas Velilla, « Handling of lipemic samples in the clinical laboratory », Adv Lab Med,‎ 2023;4(1):p. 5-15
↑ (en) Tryland M. and E. Brun, « Serum chemistry of the minke whale from the northeastern Atlantic », J Wildl Dis,‎ 2001;37(2):p. 332-341
↑ (en) Rossi G., A. Richardson, H. Jamaludin and C. Secombe, « Preanalytical variables affecting the measurement of serum paraoxonase-1 activity in horses », J Vet Diagn Invest,‎ 2021;33(1):p. 59-66
↑ (en) Rossi G., S. Meazzi, A. Giordano and S. Paltrinieri, « Serum paraoxonase 1 activity in cats: analytical validation, reference intervals, and correlation with serum amyloid A and alpha-1-acid glycoprotein », J Vet Diagn Invest,‎ 2020;32(6):p. 844-855
↑ (en) Rossi G., A. Giordano, F. Pezzia, M. Kjelgaard-Hansen and S. Paltrinieri, « Serum paraoxonase 1 activity in dogs: preanalytical and analytical factors and correlation with C-reactive protein and alpha-2-globulin », Vet Clin Pathol,‎ 2013;42(3):p. 329-41
↑ (en) Grebert M., F. Granat, J. P. Braun, Q. Leroy, N. Bourges-Abella and C. Trumel, « Validation of the Sysmex XN-V hematology analyzer for canine specimens », Vet Clin Pathol,‎ 2021;50(2):p. 184-197
↑ (en) Bonatto N. C. M. , P. L. de Oliveira, A. M. Mancebo, L. R. Costa, M. R. M. Bosculo, A. M. Bosco, et al., « Postprandial lipemia causes oxidative stress in dogs », Res Vet Sci,‎ 2021;136:p. 277-286
↑ (en) Bonatto N. C. M. , L. S. S. Alves, L. E. Silva, C. A. Milhorine, L. D. de Barros, J. A. Santos, et al., « Does postprandial lipemia interfere with blood gas analysis and assessment of acid-base status in dogs? », Res Vet Sci,‎ 2023;154:p. 52-58
↑ (en) Garner B.C., H. Priest and J. Smith, « Pseudo-hypoproteinemia in a hyperbilirubinemic dog with immune-mediated hemolytic anemia », Vet Clin Pathol,‎ 2014;43(2):p. 266-269
↑ (en) A. Gupta and S. L. Stockham, « Refractometric total protein concentrations in icteric serum from dogs », J Am Vet Med Assoc,‎ 2014;244(1):p. 63-67
↑ (en) Sink C.A. and N. M. Weinstein, Practical veterinary urinalysis, Chichester, UK, Wiley-Blackwell, 2012
↑ (en) Vilhena, H. C., R. R. Santos, T. J. Sargo, T. B. Lima, S. S. Dias, M. R. Pastorinho, F. L. Queiroga and A. C. Silvestre-Ferreira, « Urine protein-to-creatinine concentration ratio in samples collected by means of cystocentesis versus manual compression in cats », J Am Vet Med Assoc,‎ 2015;246(8): p. 862-867.
↑ (en) Giraldi, M., S. Paltrinieri, G. Rossi, B. Ruggerone, J. Zambarbieri, A. Ercolani and P. Scarpa, « Influence of preanalytical factors on feline proteinuria », Vet Clin Pathol,‎ 2021;50(3):p. 369-375
↑ (en) Beatrice, L., F. Nizi, D. Callegari, S. Paltrinieri, E. Zini, P. D'Ippolito and A. Zatelli, « Comparison of urine protein-to-creatinine ratio in urine samples collected by cystocentesis versus free catch in dogs », J Am Vet Med Assoc,‎ 2010;236(11):p. 1221-1224
↑ (en) Higham, J. P.; Girard‐Buttoz, C.; Engelhardt, A.; Heistermann, M., « Urinary C‐peptide of insulin as a non-invasive marker of nutritional status: some practicalities », PLoS One,‎ 2011;6(7):e22398
↑ (en) Stechman MJ, Ahmad BN, Loh NY, et al, « Establishing normal plasma and 24-hour urinary biochemistry ranges in C3H, BALB/c and C57BL/6J mice following acclimatization in metabolic cages », Lab Anim,‎ 2010;44:p. 218–225
↑ (en) Watson, A. D., H. P. Lefebvre, D. Concordet, V. Laroute, J. P. Ferre, J. P. Braun, F. Conchou and P. L. Toutain, « Plasma exogenous creatinine clearance test in dogs: comparison with other methods and proposed limited sampling strategy », J Vet Intern Med,‎ 2002;16(1):p.22-33
↑ ^{a et b} (en) Anestis, S. F.; Breakey, A. A.; Beuerlein, M. M.; Bribiescas, R. G., « Specific gravity as an alternative to creatinine for estimating urine concentration in captive and wild chimpanzee (Pan troglodytes) samples », Am J Primatol,‎ 2009;71(2):p. 130‐135
↑ (en) M. Mosch, S. Reese, K. Weber, K. Hartmann and R. Dorsch, « Influence of preanalytic and analytic variables in canine and feline urine specific gravity measurement by refractometer », J Vet Diagn Invest,‎ 2020;32(1):p. 36-43
↑ Braun J.P., A. G. Rico, P. Benard, V. Burgat-Sacaze, B. Eghbali and J. C. Godfrain, « La gamma-glutamyltransférase en toxicologie rénale chez le rat. Bases de son utilisation – Intérêt lors de néphrite aiguë mercurielle », Toxicology,‎ 1978;11(1):p. 73-82
↑ (en) Theron M.L., L. Piane, L. Lucarelli, R. Henrion, C. Layssol-Lamour, F. Palanche, et al., « Effects of storage conditions on results for quantitative and qualitative evaluation of proteins in canine urine », Am J Vet Res,‎ 2017;78(8):p. 990-999
↑ (en) Vientos-Plotts, A. I., E. N. Behrend, E. G. Welles, D. J. Chew, P. R. Gaillard, J. N. Busler and H. P. Lee, « Effect of blood contamination on results of dipstick evaluation and urine protein-to-urine creatinine ratio for urine samples from dogs and cats », Am J Vet Res,‎ 2018:79(5):p. 525-531.
↑ (en) Lammey, M. L., J. J. Ely, T. Zavaskis, E. Videan and M. M. Sleeper (2011)., « Effects of aging and blood contamination on the urinary protein-creatinine ratio in captive chimpanzees (Pan troglodytes) », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2011;50(3): 374-377
↑ (en) Barsanti, J.A. and D. R. Finco, « Protein concentration in urine of normal dogs », Am J Vet Res,‎ 1979;40(11):p. 1583-1588
↑ (en) N. Kutsukake, K. Ikeda, S. Honma, M. Teramoto, Y. Mori, I. Hayasaka, et al., « Validation of salivary cortisol and testosterone assays in chimpanzees by liquid chromatography-tandem mass spectrometry », Am J Primatol,‎ 2009;71(8):p. 696-706
↑ (en) Smith T.E. and J. A. French, « Psychosocial stress and urinary cortisol excretion in marmoset monkeys (Callithrix kuhli) », Physiol Behav,‎ 1997;62(2):p. 225-232
↑ Uechi M., H. Terui, T. Nakayama, M. Mishina, Y. Wakao and M. Takahashi, « Circadian variation of urinary enzymes in the dog », J Vet Med Sci,‎ 1994;56(5):p. 849-854
↑ ^{a et b} (en) Jergens A.E., D. L. McCaw and J. E. Hewett, « Effects of collection time and food consumption on the urine protein/creatinine ratio in the dog », Am J Vet Res,‎ 1987;48(7):p. 1106-1109
↑ van Vonderen I.K., H. S. Kooistra and A. Rijnberk, « Intra- and interindividual variations in urine osmolality and urine specific gravity in healthy pet dogs of various ages. », J Vet Intern Med,‎ 1997;11(1):p. 30-35
↑ (en) Sturgess C.P., A. Hesford, H. Owen and R. Privett, « An investigation into the effects of storage on the diagnosis of crystalluria in cats », J Feline Med Surg,‎ 2001;3(2):p. 81-85
↑ (en) Palmore, W. P., J. M. Gaskin and J. T. Nielson, « Effects of diet on feline urine », Lab Anim Sci,‎ 1978;28(5):p. 551-555.
↑ Passlack, N., B. Kohn, M. G. Doherr and J. Zentek, « Influence of protein concentration and quality in a canned diet on urine composition, apparent nutrient digestibility and energy supply in adult cats. », BMC Vet Res,‎ 2018;14(1):225.
↑ (en) Spinella G., S. Valentini, M. Matarazzo, L. Tidu, E. Ferlizza, G. Isani, et al., « Effects of exercise on urinary biochemical parameters and proteins in a group of well-trained military working dogs », Vet Q,‎ 2023;43(1):p. 1-9
↑ (en) Keay, J.M., J. Singh, M.C. Gaunt, and T. Kaur, « Fecal glucocorticoids and their metabolites as indicators of stress in various mammalian species: A literature review », J Zoo Wildl Med,‎ 2006;37(3):p. 234-244.
↑ (en) Yarnell, K. and S. L. Walker, « Glucocorticoid assessment in the domestic horse: The impacts of time and climatic variables on sample integrity », Equine Vet J,‎ 2018;50(2):p. 270-272.
↑ (en) Mashburn, K. L. and S. Atkinson, « Evaluation of adrenal function in serum and feces of Steller sea lions (Eumetopias jubatus): influences of molt, gender, sample storage, and age on glucocorticoid metabolism », Gen Comp Endocrinol,‎ 2004;136(3):p. 371-381.
↑ (en) Lynch, J. W.; Khan, M. Z.; Altmann, J.; Njahira, M. N.; Rubenstein, N., « Concentrations of four fecal steroids in wild baboons: short‐term storage conditions and consequences for data interpretation », Gen Comp Endocrinol,‎ 2003;132 (2):p. 264‐71.
↑ (en) Faecal glucocorticoid metabolites: how to express yourself - comparison of absolute amounts versus concentrations in samples from a study in laboratory rats, « Lepschy M., C. Touma and R. Palme », Lab Anim,‎ 2010;44(3):p. 192-198
↑ (en) Rowland N.E and L. A. Toth, « Analytic and interpretational pitfalls to measuring fecal corticosterone metabolites in laboratory rats and mice », Comp Med,‎ 2019;69(5):p. 337-349
↑ (en) Kalliokoski O., J. Hau, K. R. Jacobsen, C. Schumacher-Petersen and K. S. Abelson, « Distribution and time course of corticosterone excretion in faeces and urine of female mice with varying systemic concentrations », Gen Comp Endocrinol,‎ 2010;168(3):p. 450-454
↑ (en) Madeira Buti, E. T.; Kugelmeier, T.; Sobral, G.; Viau Furtado, P.; do Valle Dutra de Andrade Neves, D.; Alvarenga de Oliveira, C., « Fecal glucocorticoid metabolites and assay validation: Stress response evaluation in captive brown howler monkeys (Alouatta clamitans) », J Med Primatol,‎ 2018;47:p. 226–231
↑ (en) Kutsukake, N., K. Ikeda, S. Honma, M. Teramoto, Y. Mori, I. Hayasaka, R. Yamamoto, T. Ishida, Y. Yoshikawa and T. Hasegawa, « Validation of salivary cortisol and testosterone assays in chimpanzees by liquid chromatography-tandem mass spectrometry », Am J Primatol,‎ 2009;71(8):p. 696-706 (Am J Primatol 71(8): 696-706)
↑ (en) Touma, C., N. Sachser, E. Mostl and R. Palme, « Effects of sex and time of day on metabolism and excretion of corticosterone in urine and feces of mice », Gen Comp Endocrinol,‎ 2003;130(3):p. 267-278
↑ (en) Thanos, P. K., S. A. Cavigelli, M. Michaelides, D. M. Olvet, U. Patel, M. N. Diep and N. D. Volkow, « A non-invasive method for detecting the metabolic stress response in rodents: characterization and disruption of the circadian corticosterone rhythm », Physiol Res,‎ 2009;58(2):p. 219-228
↑ (en) Sousa, M. B. and T. E. Ziegler, « Diurnal variation on the excretion patterns of fecal steroids in common marmoset (Callithrix jacchus) females. », Am J Primatol,‎ 1998;46(2):p. 105-117.
↑ (en) Houser, D. S., C. D. Champagne, S. K. Wasser, R. K. Booth, T. Romano and D. E. Crocker, « Influence of season, age, sex, and time of day on the endocrine profile of the common bottlenose dolphin (Tursiops truncatus) », Gen Comp Endocrinol,‎ 2021;313:13889.
↑ (en) Spies, K. E. and J. E. Slovak, « Pilot study of the effect of gastrointestinal diets on fecal occult blood testing in cats », J Feline Med Surg,‎ 2020;22(7):p. 656-663.
↑ (en) Cook, A. K., S. D. Gilson, W. D. Fischer and P. H. Kass, « Effect of diet on results obtained by use of two commercial test kits for detection of occult blood in feces of dogs », Am J Vet Res8,‎ 1992;53(10):p. 1749-1751.
↑ (en) Fuller, G., A. Murray, M. Thueme, M. McGuire, J. Vonk and S. Allard, « Behavioral and hormonal responses to the availability of forage material in Western lowland gorillas (Gorilla gorilla gorilla) », Zoo Biol,‎ 2018;37(1):p. 23-34
↑ (en) Walters, S. L., C. J. Torres-Urbano, L. Chichester and R. E. Rose, « The impact of huts on physiological stress: a refinement in post-transport housing of male guineapigs (Cavia porcellus) », Lab Anim,‎ 2012;46(3):p; 220-224
↑ (en) Schmidt, A., S. Biau, E. Mostl, M. Becker-Birck, B. Morillon, J. Aurich, J. M. Faure and C. Aurich, « Changes in cortisol release and heart rate variability in sport horses during long-distance road transport », Domest Anim Endocrinol,‎ 2010;38(3):p. 179-189
↑ (en) Nicholson, A., R. D. Malcolm, P. L. Russ, K. Cough, C. Touma, R. Palme and M. V. Wiles, « The response of C57BL/6J and BALB/cJ mice to increased housing density », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2009;48(6):p. 740-753
↑ (en) Szendro, Z., A. Miko, M. Odermatt, Z. Gerencser, I. Radnai, B. Dezsery, E. Garai, I. Nagy, K. Szendro and Z. Matics, « Comparison of performance and welfare of single-caged and group-housed rabbit does », Animal,‎ 2013;7(3):p. 463-468
↑ (en) Kalliokoski, O., J. A. Timm, I. B. Ibsen, J. Hau, A. M. Frederiksen and M. F. Bertelsen, « Fecal glucocorticoid response to environmental stressors in green iguanas (Iguana iguana) », Gen Comp Endocrinol,‎ 2012;177(1):p. 93-97
↑ (en) Narita, T., R. Sato, N. Tomizawa, K. Tani, S. Komori and S. Hara, « Safety of reduced-dosage ketoprofen for long-term oral administration in healthy dogs », Am J Vet Res,‎ 2006; 67(7): 1115-1120
↑ (en) Ioannou A., H. Phillips, S. Keating, A. Barger, N. Lopez-Villalobos, M. Wilson, et al., « Blood-to-saliva glucose time lag in sedated healthy dogs », J Vet Diagn Invest,‎ 2021;33(6):p. 1147-1150
↑ (en) Munoz-Prieto A., D. Escribano, J. J. Ceron, S. Martinez-Subiela and A. Tvarijonaviciute, « Glucose, fructosamine, and insulin measurements in saliva of dogs: variations after an experimental glucose administration », Domest Anim Endocrinol,‎ 2019;66:p. 64-71
↑ (en) Lutz, C. K.; Tiefenbacher, S.; Jorgensen, M. J.; Meyer, J. S.; Novak, M. A., « Techniques for collecting saliva from awake, unrestrained, adult monkeys for cortisol assay », Am J Primatol,‎ 2000;52(2):p. 93‐99
↑ (en) Rapp‐Santos, K. J.; Altamura, L. A.; Norris, S. L.; Lugo‐Roman, L. A.; Rico, P. J.; Hofer, C. C., « Comparison of saliva collection methods for the determination of salivary cortisol levels in rhesus macaques (Macaca mulatta), cynomolgus macaques (Macaca fascicularis), and African green monkeys (Chlorocebus aethiops) », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2017;56(2):p. 181‐189
↑ (en) Higham J.P., A. B. Vitale, A. M. Rivera, J. E. Ayala and D. Maestripieri, « Measuring salivary analytes from free-ranging monkeys », Physiol Behav,‎ 2010;101(5):p. 601-607
↑ (en) Ash, H.; Smith, T. E.; Knight, S.; Buchanan‐Smith, H. M., « Measuring physiological stress in the common marmoset (Callithrix jacchus): Validation of a salivary cortisol collection and assay technique », Physiol Behav,‎ 2018;185:p. 14‐22.
↑ (en) Meunier S., M. Groessl, C. Reusch, F. Boretti and N. Sieber-Ruckstuhl, « Salivary cortisol in healthy dogs: a randomized cross-over study to evaluate different saliva stimulation methods and their effects on saliva volume and cortisol concentration », BMC Vet Res,‎ 2021;17(1):194
↑ (en) Lucena S., A. V. Coelho, F. Capela-Silva, A. Tvarijonaviciute and E. Lamy, « The effect of breed, gender, and acid stimulation in dog saliva proteome », Biomed Res Int,‎ 2018; 7456894
↑ (en) Contreras-Aguilar M. D., P. J. Vallejo-Mateo, E. Lamy, J. J. Ceron and C. P. Rubio, « Changes in salivary analytes in cows due to the in vitro presence of feed », BMC Vet Res,‎ 2022;18(1):275
↑ (en) Franco-Martinez, L., A. Ortin-Bustillo, C. P. Rubio, D. Escribano, M. Lopez-Arjona, E. Garcia-Manzanilla, J. J. Ceron, S. Martinez-Subiela, A. Tvarijonaviciute and F. Tecles, « Effects of pen faeces and feed contamination in biomarkers determination in oral fluid of pigs », Res Vet Sci,‎ 2022;152:p. 403-409
↑ ^{a et b} (en) Escribano D., A. M. Gutierrez, M. Fuentes-Rubio and J. J. Ceron, « Saliva chromogranin A in growing pigs: a study of circadian patterns during daytime and stability under different storage conditions », Vet J,‎ 2014;199(3):p. 355-359
↑ (en) Escribano D., M. D. Contreras-Aguilar, A. Tvarijonaviciute, S. Martinez-Miro, S. Martinez-Subiela, J. J. Ceron, et al., « Stability of selected enzymes in saliva of pigs under different storage conditions: a pilot study », J Vet Med Sci,‎ 2018;80(11):p. 1657-1661
↑ (en) Perazzi A., R. Ricci, B. Contiero and I. Iacopetti Animals (Basel) 2022 Vol. 12 Issue 9, « Evaluation of salivary biochemistry in dogs with and without plaque, calculus, and cingivitis: Preliminary results », Animals (Basel),‎ 2022;12(9):1091
↑ (en) Giannetto C., F. Fazio, A. Assenza, D. Alberghina, M. Panzera and G. Piccione, « Parallelism of circadian rhythmicity of salivary and serum cortisol concentration in normal dogs », J Appl Biomed,‎ 2014;122:p. 229-233
↑ (en) Colussi A., B. Stefanon, C. Adorini and M. Sandri, « Variations of salivary cortisol in dogs exposed to different cognitive and physical activities », Italian J Anim Sc,‎ 2018;17(4):p. 1030-1037
↑ (en) Contreras-Aguilar M.D., E. Lamy, D. Escribano, J. J. Ceron, F. Tecles, A. J. Quiles, et al., « Circadian rhythm and season: A pilot study », Animals (Basel),‎ 2020;10(9):1486
↑ (en) R. S. Emery, C. K. Smith, R. M. Grimes, C. F. Huffman and C. W. Duncan, « Physical and chemical changes in bovine saliva and rumen liquid with different hay-grain rations », J Dairy Sci,‎ 1960;43(1):p. 76-80
↑ (en) Rivera-Chacon R., S. Ricci, R. M. Petri, A. Haselmann, N. Reisinger, Q. Zebeli, et al., « Effect of duration of high-grain feeding on chewing, feeding behavior, and salivary composition in cows with or without a phytogenic feed supplement. », Animals (Basel),‎ 2022;12(15): 2001
↑ (en) Lam A. T. H., L. N. Johnson and C. R. Heinze, « Assessment of the clinical accuracy of serum and saliva assays for identification of adverse food reaction in dogs without clinical signs of disease », J Am Vet Med Assoc,‎ 2019;255(7):p. 812-816
↑ Janczarek I., A. Stachurska, W. Kedzierski, A. Wisniewska, M. Ryzak and A. Koziol, « The intensity of physiological and behavioral responses of horses to predator vocalizations », BMC Vet Res,‎ 2020;16(1):431
↑ (en) Arcuri G.B., M. H. A. Pantoja, C. G. Titto and D. D. S. Martins, « Preliminary analysis of reproductive, behavioral and physiological characteristics of military working dogs », Anim Reprod,‎ 2022;19(1):p. e20210092
↑ (en) Olvera-Maneu S., A. Carbajal, P. Serres-Corral and M. Lopez-Bejar, « Cortisol variations to estimate the physiological stress response in horses at a traditional equestrian event », Animals (Basel),‎ 2023;13(3):396
↑ (en) Herbel J., J. Aurich, C. Gautier, M. Melchert and C. Aurich, « Stress response of Beagle dogs to repeated short-distance road transport », Animals (Basel),‎ 2020;10(11):2014
↑ (en) Lei M.C., L. Felix, R. Cardoso, S. M. Monteiro, S. Silva and C. Venancio, « Non-Invasive biomarkers in saliva and eye infrared thermography to assess the stress response of calves during transport », Animals (Basel),‎ 2023;13(14):2311
↑ (en) Lopez-Arjona M., S. V. Mateo, J. J. Ceron and S. Martinez-Subiela, « Changes in salivary oxytocin after stroking in dogs: Validation of two assays for its assessment », Res Vet Sci,‎ 2021;136:p. 527-534
↑ (en) Ogi A., C. Mariti, P. Baragli, V. Sergi and A. Gazzano, « Effects of stroking on salivary oxytocin and cortisol in guide dogs: Preliminary results », Animals (Basel),‎ 2020;10(4):708
↑ (en) Templeman J.R., N. McCarthy, M. I. Lindinger and A. K. Shoveller, « Changes in salivary electrolyte concentrations in mid-distance trained sled dogs during 12 weeks of incremental conditioning », Physiol Rep,‎ 2020;8(12):e14493
↑ (en) Heimburge, S., Kanitz, E., Otten, W., « The use of hair cortisol for the assessment of stress in animals », Gen Comp Endocrinol,‎ 2019;270:p. 10‐17.
↑ ^{a et b} (en) Carlitz, E. H.; Kirschbaum, C.; Miller, R.; Rukundo, J.; van Schaik, C. P., « Effects of body region and time on hair cortisol concentrations in chimpanzees (Pan troglodytes) », Gen Comp Endocrinol,‎ 2015;223:p. 9‐15
↑ (en) Yamanashi, Y.; Morimura, N.; Mori, Y.; Hayashi, M.; Suzuki, J., « Cortisol analysis of hair of captive chimpanzees (Pan troglodytes) », Gen Comp Endocrinol,‎ 2013;194:p. 55‐63
↑ (en) Nejad, J.G. and H. G. Lee, « Coat color affects cortisol and serotonin levels in the serum and hairs of Holstein dairy cows exposed to cold winter », Domest Anim Endocrinol,‎ 2023;82:106768
↑ ^{a et b} (en) Contreras E.T., R. Vanderstichel, C. Hovenga and M. R. Lappin, « Evaluation of hair and nail cortisol concentrations and associations with behavioral, physical, and environmental indicators of chronic stress in cats », J Vet Intern Med,‎ 2021;35(6):p. 2662-2672
↑ (en) Pereira P., N. Fandos Esteruelas, M. Nakamura, H. Rio-Maior, M. Krofel, A. Di Blasio, et al, « Hair cortisol concentration reflects the life cycle and management of grey wolves across four European populations », Sci Rep,‎ 2022;12(1):5697
↑ ^{a et b} (en) Rosendahl, S., J. Anturaniemi, K. A. Vuori, R. Moore, M. Hemida and A. Hielm-Bjorkman, « Diet and dog characteristics affect major and trace elements in hair and blood of healthy dogs », Vet Res Commun,‎ 2022;46(1):p. 261-275
↑ ^{a b et c} (en) Otten, W., S. Heimburge, A. Tuchscherer and E. Kanitz, « The age of hair matters - the incorporation of cortisol by external contamination is enhanced in distal hair segments of pigs and cattle », Animal,‎ 2022;16(4):100495
↑ (en) Yamanashi, Y.; Teramoto, M.; Morimura, N.; Hirata, S.; Suzuki, J.; Hayashi, M.; Kinoshita, K.; Murayama, M.; Idani, G., « ,Analysis of hair cortisol levels in captive chimpanzees: Effect of various methods on cortisol stability and variability », MethodsX,‎ 2016;3:p. 110‐117.
↑ (en) Feng, X. L.; Che, H. L.; Ning, X.; Ba, X. Y.; Li, J.; Zhang, J. F.; Wang, Y.; Hu, Z. F.; Hu, X. T.; Ren, X. F., « Direct sunlight exposure reduces hair cortisol levels in rhesus monkeys (Macaca mulatta) », Zool Res,‎ 2019;40(6):p. 583‐586
↑ (en) E. K. C. Kennedy and D. M. Janz, « Can scale cortisol concentration be quantified non-lethally in wild fish species? », Conserv Physiol,‎ 2023;11(1):coac081
↑ (en) Carlitz E.H., C. Kirschbaum, T. Stalder and C. P. van Schaik, « Hair as a long-term retrospective cortisol calendar in orang-utans (Pongo spp.): new perspectives for stress monitoring in captive management and conservation », Gen Comp Endocrinol,‎ 2014;195:p. 151-156
↑ (en) Colding-Jorgensen P., S. Hestehave, K. S. P. Abelson and O. Kalliokoski, « Hair glucocorticoids are not a historical marker of stress - Exploring the time-scale of corticosterone incorporation into hairs in a rat model », Gen Comp Endocrinol,‎ 2023;341:114335
↑ (en) Packer R. M. A. , A. M. Davies, H. A. Volk, H. L. Puckett, S. L. Hobbs and R. C. Fowkes, « What can we learn from the hair of the dog? Complex effects of endogenous and exogenous stressors on canine hair cortisol », PLoS One,‎ 2019;14(5): e0216000
↑ (en) van der Laan J. E. , C. M. Vinke and S. S. Arndt, « Evaluation of hair cortisol as an indicator of long-term stress responses in dogs in an animal shelter and after subsequent adoption », Sci Rep,‎ 2022;12(1):5117
↑ (en) Naidenko S.V., G. S. Alekseeva, P. S. Klyuchnikova and M. N. Erofeeva, « Application of Felid Hair for Non-Invasive Tracking of Animal Reproductive Status and Adrenal Activity », Animals (Basel),‎ 2022;12(20):2792
↑ (en) Babic N. L. , C. P. Johnstone, S. Reljic, A. Sergiel, D. Huber and R. D. Reina, « Evaluation of physiological stress in free-ranging bears: current knowledge and future directions », Biol Rev Camb Philos Soc,‎ 2023;98(1):p. 168-190
↑ (en) Bortolotti G.R., T. A. Marchant, J. Blas and T. German, « Corticosterone in feathers is a long-term, integrated measure of avian stress physiology », Function Ecology,‎ 2008;22:p. 494-500
↑ (en) Grelet, C., V. Vanden Dries, J. Leblois, J. Wavreille, L. Mirabito, H. Soyeurt, S. Franceschini, N. Gengler, Y. Brostaux, C. HappyMoo consortium and F. Dehareng, « Identification of chronic stress biomarkers in dairy cows », Animal 16(5): 100502.,‎ 2022;16(5):100502.
↑ (en) Uarquin D.G., J. S. Meyer, F. P. Cardenas and M. J. Rojas, « Effect of overcrowding on hair corticosterone concentrations in juvenile male Wistar rats », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2016;55(6):p. 749-755
↑ (en) Scorrano F., J. Carrasco, J. Pastor-Ciurana, X. Belda, A. Rami-Bastante, M. L. Bacci, et al., « Validation of the long-term assessment of hypothalamic-pituitary-adrenal activity in rats using hair corticosterone as a biomarker », FASEB J,‎ 2015;29(3):p. 859-867
↑ (en) Teeple, K., P. Rajput, M. Gonzalez, Y. Han-Hallett, E. Fernandez-Juricic and T. Casey, « High fat diet induces obesity, alters eating pattern and disrupts corticosterone circadian rhythms in female ICR mice », PLoS One,‎ 2023;18(1): e0279209.
↑ (en) Liberg, P., L. E. Magnusson and H. Schougaard, « Studies on the synovia in healthy horses with particular reference to the protein composition », Equine Vet J,‎ 1977;9(2):p. 87-91
↑ (en) Canning, P., A. Viall, K. O'Brien, D. Madson, K. Skoland, A. Krull, D. Linhares, P. Gauger, A. Ramirez and L. Karriker, « Determination of reference intervals for fluid analysis and cytologic evaluation variables in synovial fluid samples obtained from carpal and tarsal joints in commercial nonlame growing swine », Am J Vet Res,‎ 2018;79(8):p. 858-866
↑ (en) Hochwald, G. M., M. C. Wallenstein and E. S. Mathews, « Exchange of proteins between blood and spinal subarachnoid fluid », Am J Physiol,‎ 1969;217(2):p. 348-353
↑ (en) Abdelhakiem, M. A. H. and H. A. Hussein, « Collection of cerebrospinal fluid in 50 adult healthy donkeys (Equus asinus): clinical complications, and cytological and biochemical constituents », BMC Vet Res,‎ 2021;17(1):302
↑ (en) Mayhew, I. G., R. H. Whitlock and J. B. Tasker, « Equine cerebrospinal fluid: reference values of normal horses », Am J Vet Res,‎ 1977;38(8):p. 1271-1274
↑ (en) Orard, M., M. Depecker, E. Hue, P. H. Pitel, A. Couroucé-Malblanc and E. A. Richard, « Influence of bronchoalveolar lavage volume on cytological profiles and subsequent diagnosis of inflammatory airway disease in horses », Vet J,‎ 2016;207:p. 193-195
↑ (en) Estepa, J. C., I. Lopez, R. Mayer-Valor, M. Rodriguez and E. Aguilera-Tejero, « The influence of anticoagulants on the measurement of total protein concentration in equine peritoneal fluid », Res Vet Sci,‎ 2006;80(1):p. 5-10
↑ (en) Koch B.C., L. O. Daniels, L. T. Thomsen, M. B. M. Nielsen, M. Berendt and H. Gredal, « Collection of cerebrospinal fluid into EDTA versus plain tubes does not affect the standard analysis in dogs », Acta Vet Scand,‎ 2019;61(1):23
↑ ^{a et b} (en) Okolo C.C., N. T. Emejuo, N. G. Udeagbala, U. E. Emeto, A. S. Ezema, O. V. Omeje, et al., « Effect of dipotassium-ethylenediaminetetraacetic acid or lithium-heparin treatments and storage times on selected clinicopathologic analytes in equine synovial fluid », Vet Clin Pathol,‎ 2023;52(3):13287
↑ (en) Jimenez Rihuete P., N. Villarino, A. Pelisiak and L. M. Rubio-Martinez, « Concentration of dipotassium ethylenediaminetetraacetic acid but not lithium heparin affects total protein determination in equine synovial fluid », Vet Record,‎ 2020;187(8):e62
↑ (en) Bienzle, D., « Cerebrospinal fluid analysis--new life for an old test? », Vet Clin Pathol,‎ 2006;35(1):p. 6-7
↑ (en) Fry, M. M., W. Vernau, P. H. Kass and K. M. Vernau, « Effects of time, initial composition, and stabilizing agents on the results of canine cerebrospinal fluid analysis », Vet Clin Pathol,‎ 2006;35(1): 72-77
↑ (en) Brune, J. E., A. V. Chen and T. Coffey, « Determination of the effect of iatrogenic blood contamination on lactate dehydrogenase and creatine kinase activity in canine cerebrospinal fluid », Vet Clin Pathol,‎ 2023;52(1):p. 64-70
↑ (en) Welles, E. G., J. W. Tyler, D. C. Sorjonen and E. M. Whatley, « Composition and analysis of cerebrospinal fluid in clinically normal adult cattle. », Am J Vet Res,‎ 1992;53(11):p. 2050-2057
↑ (en) Mingramm, F. M. J., T. Keeley, D. J. Whitworth and R. A. Dunlop, « Blubber cortisol levels in humpback whales (Megaptera novaeangliae): A measure of physiological stress without effects from sampling », Gen Comp Endocrinol,‎ 2020;291:113436
↑ (en) Thompson L.A., T. R. Spoon, C. E. Goertz, R. C. Hobbs and T. A. Romano, « Blow collection as a non-invasive method for measuring cortisol in the beluga (Delphinapterus leucas) », PLoS One,‎ 2014;9(12): e114062
↑ (en) Cates, K. A., S. Atkinson, A. A. Pack, J. M. Straley, C. M. Gabriele and S. Yin, « Corticosterone in central North Pacific male humpback whales (Megaptera novaeangliae): Pairing sighting histories with endocrine markers to assess stress. », Gen Comp Endocrinol,‎ 2020;296:113540
↑ (en) Pallin, L. J., N. Botero-Acosta, D. Steel, C. S. Baker, C. Casey, D. P. Costa, J. A. Goldbogen, D. W. Johnston, N. M. Kellar, M. Modest, R. Nichols, D. Roberts, M. Roberts, O. Savenko and A. S. Friedlaender, « Variation in blubber cortisol levels in a recovering humpback whale population inhabiting a rapidly changing environment », Sci Rep,‎ 2022:12(1):20250

Portail de la médecine vétérinaire

[1] « Pathologie clinique - ECVCP - European College of Veterinary Clinical Pathology » (consulté le 25 juillet 2023)

[2] Anonyme, « Arrêté du 6 juin 2019 fixant la liste des spécialités vétérinaires (agre1915378a) », Journal_Officiel_de_la_République_Française,,‎ 2019

[3] (en) « ASVCP » (consulté le 25 juillet 2023)

[4] (en) « ESVCP » (consulté le 25 juillet 2023)

[5] ISO Standardization, ISO 15189 : Medical laboratories - requirements for quality and competence, third edition. 2012, Geneva, Switzerland.

[:13-6] {a et b} (en) « Preanalytical variability in animals, v2 », 2023 (consulté le 25 juillet 2023)

[7] (en) D.S. Young, Effects of preanalytical variables on clinical laboratory tests, third edition., New York, AACC, 2007

[8] (en) Braun, J.P., N. Bourges-Abella, A. Geffre, D. Concordet, and C. Trumel, « The preanalytic phase in veterinary clinical pathology », Vet Clin Pathol,‎ 2015. 44(1): p. 8-25

[9] (en) Gunn-Christie, R.G., B. Flatland, K.R. Friedrichs, B. Szladovits, K.E. Harr, K. Ruotsalo, J.S. Knoll, H.L. Wamsley, and K.P. Freeman, « ASVCP quality assurance guidelines: Control of preanalytical, analytical, and postanalytical factors for urinalysis, cytology, and clinical chemistry in veterinary laboratories », Vet Clin Pathol,‎ 2012;41(1): p. 18-26.

[:3-10] {a et b} (en) Vap, L.M., K.E. Harr, J.E. Arnold, K.P. Freeman, K. Getzy, S. Lester, and K.R. Friedrichs, « ASVCP quality assurance guidelines: Control of preanalytical and analytical factors for hematology for mammalian and nonmammalian species, hemostasis, and crossmatching in veterinary laboratories », Vet Clin Pathol,‎ 2012;41(1): p. 8-17

[11] (en) Cornell University College of Veterinary Medicine, « Clinical pathology » (consulté le 2 février 2023)

[12] (en) Carraro, P. and M. Plebani, « Errors in a stat laboratory: Types and frequencies 10 years later », Clin Chem,‎ 2007; 53(7): p. 1338-1342.

[13] Lippi, G., A.M. Simundic, « The EFLM strategy for harmonization of the preanalytical phase », Clin Chem Lab Med,‎ 2018;56(10): p. 1660-1666.

[14] (en) Lippi, G., A. von Meyer, J. Cadamuro, A.M. Simundic, « Predict: A checklist for preventing preanalytical diagnostic errors in clinical trials », Clin Chem Lab Med,‎ 2020;58(4): p. 518-526

[:2-15] {a et b} (en) NCCLS, Procedures for the collection of diagnostic blood specimens by venipuncture; Approved standard - Fifth edition. Document H3-A5. 2003, Wayne, PA, NCCLS, 2003

[16] (en) Jensen, T.L., M.K. Kiersgaard, D.B. Sorensen, and L.F. Mikkelsen, « Fasting of mice: A review », Lab Anim,‎ 2013;47(4): p. 225-240

[17] (en) Bartges, J.W. and C.A. Osborne, Influence of fasting and eating on laboratory values, in Current veterinary therapy XII, Philadephia, Saunders, 1995, p. 20-23

[Routine_plasma_biochemistry_analytes_in_clinically_healthy_cats:_Within-day_variations_and_effects_of_a_standard_meal-18] {a et b} (en) Reynolds, B.S., C. Brosse, E. Jeunesse, D. Concordet, and H.P. Lefebvre, « Routine plasma biochemistry analytes in clinically healthy cats: Within-day variations and effects of a standard meal », J Feline Med Surg,‎ 2015;17: p. 468-475.

[19] (en) Singh, R., J.S. Rand, M. Coradini, and J.M. Morton, « Effect of acarbose on postprandial blood glucose concentrations in healthy cats fed low and high carbohydrate diets », J Feline Med Surg,‎ 2015;17(10): p. 848-857

[20] (en) Bellanger, S., O. Benrezzak, M.C. Battista, F. Naimi, S.M. Labbe, F. Frisch, F. Normand-Lauziere, N. Gallo-Payet, A.C. Carpentier, and J.P. Baillargeon, « Experimental dog model for assessment of fasting and postprandial fatty acid metabolism: Pitfalls and feasibility », Lab Anim,‎ 2015;49(3): p. 228-240.

[21] (en) Watson, A.D., D.B. Church, and A.J. Fairburn, « Postprandial changes in plasma urea and creatinine concentrations in dogs », Am J Vet Res,‎ 1981;42(11): p. 1878-1880.

[22] (en) Braun J.P., A. Perxachs, D. Pechereau and F. de La Farge, « Plasma cystatin C in the dog : reference values and variations with renal failure. », Comp Clin Path,‎ 2002;11:p. 44-49

[23] (en) Levine, S. and A. Saltzman, « Effects of coprophagy on serum urea and the weight of the gastrointestinal tract of fed or fasted rats », Lab Anim,‎ 1999;33(3): p. 265-268

[24] (en) Perego, R., D. Proverbio, and E. Spada, « Increases in heart rate and serum cortisol concentrations in healthy dogs are positively correlated with an indoor waiting-room environment », Vet Clin Pathol,‎ 2014;43(1): p. 67-71.

[25] (en) Rand, J.S., E. Kinnaird, A. Baglioni, J. Blackshaw, and J. Priest, « Acute stress hyperglycemia in cats is associated with struggling and increased concentrations of lactate and norepinephrine », J Vet Intern Med,‎ 2002;16(2): p. 123-132.

[26] (de) Kleinsorgen, A., C. Brandenburg, and H. Brummer, « Untersuchungen über den Einfluss von Zwangsmassnahmen auf Blutparameter bei Hauskatze », Berl Münch Tierärztl Wschr,‎ 1976;89: p. 358-360.

[27] (en) Reinhardt, V., D. Cowley, J. Scheffler, R. Vertein, and F. Wegner, « Cortisol response of female rhesus monkeys to venipuncture in homecage versus venipuncture in restraint apparatus », J Med Primatol,‎ 1990;19(6): p. 601-606.

[28] (en) Vachon, P. and J.P. Moreau, « Serum corticosterone and blood glucose in rats after two jugular vein blood sampling methods: Comparison of the stress response », Contemp Top Lab Anim Sci,‎ 2001;40(5): p. 22-24.

[29] (en) Reynolds, B.S., A. Geffre, N.H. Bourges-Abella, S. Vaucoret, M. Mourot, J.P. Braun, and C. Trumel, « Effects of intravenous, low-dose ketamine-diazepam sedation on the results of hematologic, plasma biochemical, and coagulation analyses in cats », J Am Vet Med Assoc,‎ 2012;240(3): p. 287-293.

[30] (en) Chloupek P., I. Bedanova, J. Chloupek and V. Vecerek, « Changes in selected biochemical indices resulting from various pre-sampling handling techniques in broilers Accession Number: 21569531 PMCID: PMC3113328 DOI: 10.1186/1751-0147-53-31 », Acta Vet Scand,‎ 2011;53(1):31

[31] (en) Suski, C.D., S.S. Killen, M.B. Morrissey, S.G. Lund, and B.L. Tufts, « Physiological changes in largemouth bass caused by live-release angling tournaments in Southeastern Ontario », Nth Amer J Fish Manag,‎ 2003;23: p. 760-769.

[32] (en) Casas-Diaz, E., I. Marco, J.R. Lopez-Olvera, G. Mentaberre, and S. Lavin, « Use of acepromazine for stress control in Spanish ibex (Capra pyrenaica) captured by drive-net », Vet J,‎ 2010;183(3): p. 332-336.

[33] (en) Marco, I. and S. Lavin, « Effect of the method of capture on the haematology and blood chemistry of red deer (Cervus elaphus) », Res Vet Sci,‎ 1999;66(2): p. 81-84.

[34] (en) Jensen, A.L., A. Wenck, J. Koch, and J.S. Poulsen, « Comparison of results of haematological and clinical chemical analyses of blood samples obtained from the cephalic and external jugular veins in dogs », Res Vet Sci,‎ 1994;56(1): p. 24-29.

[35] (en) Tvedten, H., M. Kopcia, and C. Haines, « Mixed venous and arterial blood in bovine coccygeal vessel samples for blood gas analysis », Vet Clin Pathol,‎ 2000;29(1): p. 4-6.

[:0-36] {a et b} (en) Layssol-Lamour, C.J., F.A. Granat, A.M. Sahal, J.P. Braun, C. Trumel, and N.H. Bourges-Abella, « Improving the quality of EDTA-treated blood specimens from mice », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2022;99(99):p.1-7.

[37] (en) Lawler, D.F., R.D. Kealy, J.M. Ballam, and K.L. Monti, « Influence of fasting on canine arterial and venous blood gas and acid-base measurements », Vet Emerg Crit Care,‎ 1992;2: p. 80-84.

[38] (en) Ilkiw, J.E., R.J. Rose, and I.C. Martin, « A comparison of simultaneously collected arterial, mixed venous, jugular venous and cephalic venous blood samples in the assessment of blood-gas and acid-base status in the dog », J Vet Intern Med,‎ 1991;5(5): p. 294-298.

[39] (en) Guevara, J.L., K.M. Tobias, J.E. Stokes, X. Zhu, and R.A. Smith, « Effect of site of sample collection and prandial state on blood glucose concentrations measured with a portable blood glucose meter in healthy dogs », Am J Vet Res,‎ 2019;80(11): p. 995-1000

[40] (en) Fonseca, U.N., S.G. Nielsen, J. Hau, and A.K. Hansen, « Permanent catheterization of the carotid artery induces kidney infection and inflammation in the rat », Lab Anim,‎ 2010;44(1): p. 46-53.

[41] (en) Guarino, A.L., A.J. Specht, S.S.K. Beatty, and A.L. O'Kell, « Comparison of biochemical and hematologic values obtained via jugular venipuncture and peripheral intravenous catheters in dogs », J Vet Intern Med,‎ 2022;36(5): p. 1628-1640

[42] (en) May, M.L., R.D. Nolen-Walston, M.E. Utter, and R.C. Boston, « Comparison of hematologic and biochemical results on blood obtained by jugular venipuncture as compared with intravenous catheter in adult horses », J Vet Intern Med,‎ 2010;24(6): p. 1462-1466.

[43] (en) Solbak, S., S.E. Epstein, and K. Hopper, « Influence of needle gauge used for venipuncture on measures of hemostasis in cats », J Feline Med Surg,‎ 2019;21(2): p. 143-147.

[:1-44] {a et b} (en) Shin, D., A. Nam, K.H. Song, and K.W. Seo, « Influence of needle gauge and venepuncture difficulty on thromboelastography in healthy cats », J Feline Med Surg,‎ 2019;21(8): p. 708-713

[45] (en) Steiner, V., I. Schwendenwein, I.A. Burgener, M. Pagitz, A. Tichy, and N. Luckschander-Zeller, « Comparison of the effects of open-tube and evacuated tube-assisted sampling methods on thromboelastography variables for blood samples from healthy dogs », Am J Vet Res,‎ 2021;83(3): p. 239-244

[46] (en) Walker, J.M., R.M. Hanel, B.D. Hansen, and A.A. Motsinger-Reif, « Comparison of venous sampling methods for thromboelastography in clinically normal dogs », Am J Vet Res,‎ 2012;73(12): p. 1864-1870

[47] (en) Fayolle, P., H. Lefebvre, and J.P. Braun, « Effects of incorrect venepuncture on plasma creatine-kinase activity in dog and horse », Br Vet J,‎ 1992;148(2): p. 161-162.

[48] (en) Launay, M., L. Blond, A. Geffre, C. Trumel, and C. Layssol-Lamour, « Effect of needle gauge on pain and specimen quality of ultrasound-guided fine needle sampling without aspiration of the canine spleen », Vet Radiol Ultrasound,‎ 2023;64(4)::p. ??-??.

[49] (en) Granat, F., A. Geffré, J.P. Braun, and C. Trumel, « Comparison of platelet clumping and complete blood count results with Sysmex XT-2000iV in feline blood sampled on EDTA or EDTA plus CTAD (citrate, theophylline, adenosine, and dipyridamole) », J Fel Med Surg,‎ 2011;13: p. 953-958.

[50] (en) Ceron, J.J., S. Martinez-Subiela, C. Hennemann, and F. Tecles, « The effects of different anticoagulants on routine canine plasma biochemistry », Vet J,‎ 2004;167(3): p. 294-301.

[51] (en) Sharif, M.T., M.A. Mahabadi, S. Moshfeghi, H. Sharifi, S.M. Hoseini, and S.M. Alavi, « Artifactual changes in hematological variables in equine blood samples stored at different temperatures and various anticoagulants », Comp Clin Path,‎ 2012;21: p. 449-452.

[52] (en) Mohammadi, V., E. Anassori, and M. Zeynali, « Influence of different anticoagulants on plasma biochemical analytes of buffalo: Serum vs. Plasma », Revue Med Vet,‎ 2019;170(1-3): p. 38-42.

[53] (en) Kamali, H. and M. Mohri, « Effects of heparin, citrate, and EDTA on plasma biochemistry of cat: Comparison with serum », Revue Med Vet,‎ 2015;166: p. 275-279

[54] (en) Mohri, M., H.R. Moosavian, and M.J. Hadian, « Plasma biochemistry of one-humped camel (camelus dromedarius): Effects of anticoagulants and comparison with serum », Res Vet Sci,‎ 2008;85(3): p. 554-558

[55] (en) Morris, J.D., J.M. Fernandes, A.M. Chapa, L.R. Gentry, K.E. Thorn, and T.M. Weick, « Effects of sample handling, processing, storage, and hemolysis on measurements of key energy metabolites in ovine blood. », Small Rumin Res,‎ 2002;43: p. 157-166.

[56] (en) Fouche, N., J.H. van der Kolk, R.M. Bruckmaier, I. Luz, G. Foerster, and V. Gerber, « Venipuncture does not affect adrenocorticotropic hormone concentration in horses », Vet Rec,‎ 2015;177(9): p. 223-224.

[57] (en) Takahashi, K., T. Shima, M. Soya, L.K. Oharomari, M. Okamoto, and H. Soya, « Differences in exercise capacity and physiological responses in Wistar rats among breeders », Exp Anim,‎ 2021;70(4): p. 508-513

[58] (en) Marcet Rius, M., A. Cozzi, C. Bienboire-Frosini, E. Teruel, C. Chabaud, P. Monneret, J. Leclercq, C. Lafont-Lecuelle, and P. Pageat, « Providing straw to allow exploratory behaviour in a pig experimental system does not modify putative indicators of positive welfare: Peripheral oxytocin and serotonin », Animal,‎ 2018;12(10): p. 2138-2146.

[59] (en) Ayala-Lopez, N., S.E. Conklin, B.J. Tenney, M. Ness, and M.A. Marzinke, « Comparative evaluation of blood collection tubes for clinical chemistry analysis », Clin Chim Acta,‎ 2021;520: p. 118-12

[60] (en) Granat, F., C. Monzali, E. Jeunesse, M. Guerlin, C. Trumel, A. Geffre, and N. Bourges-Abella, « Comparison of different anticoagulant associations on haemostasis and biochemical analyses in feline blood specimens », J Feline Med Surg,‎ 2017;19(4): p. 394-402.

[61] (en) Granat, F.A., A. Geffre, L.A. Lucarelli, J.D. Braun, C. Trumel, and N.H. Bourges-Abella, « Evaluation of CTAD (citrate-theophylline-adenosine-dipyridamole) as a universal anticoagulant in dogs », J Vet Diagn Invest,‎ 2017;29(5):p. 676–682

[62] (en) Domingos, M.C., C. Medaille, D. Concordet, and A. Briend-Marchal, « Is it possible to use expired tubes for routine biochemical analysis in dogs? », Vet Clin Pathol,‎ 2012;41(2): p. 266-271.

[63] (en) Reynolds, B.S., K.G. Boudet, M.R. Faucher, A. Geffre, C. Germain, and H.P. Lefebvre, « Comparison of a new blood sampling device with the vacuum tube system for plasma and hematological analyses in healthy dogs », J Am Anim Hosp Assoc,‎ 2008;44(2): p. 51-59.

[64] (en) Johnstone, I.B., « The importance of accurate citrate to blood ratios in the collection of canine blood for hemostatic testing. », Can Vet J,‎ 1993;34: p. 627-629.

[65] (en) Penny, R.H.C. and C.H. Carlisle, « Some observations on the effect of the concentration of ethylene diamine tetraacetic acid (EDTA) on the packed cell volume of domesticated animals », Br Vet J,‎ 1970;126: p. 383-338

[66] (en) Arnold, J.E., « Hematology of the sandbar shark, Carcharhinus plumbeus: Standardization of complete blood count techniques for elasmobranchs », Vet Clin Pathol,‎ 2005;34(2): p. 115-123

[67] (en) Layssol-Lamour, C., T. Lavabre, J.P. Braun, C. Trumel, and N. Bourges-Abella, « The effects of storage at 4°C and 20°C on the hemograms of C57BL/6 mice and Wistar rats using the Idexx Procyte DX and blood smear evaluations », Vet Clin Pathol,‎ 2019;48(4): p. 652-667

[68] (en) Furlanello, T., S. Tasca, M. Caldin, E. Carli, C. Patron, M. Tranquillo, G. Lubas, and L. Solano-Gallego, « Artifactual changes in canine blood following storage, detected using the Advia 120 hematology analyzer », Vet Clin Pathol,‎ 2006;35(1): p. 42-46

[69] (en) Weissenbacher, S., B. Riond, R. Hofmann-Lehmann, and H. Lutz, « Evaluation of a novel haematology analyser for use with feline blood », Vet J,‎ 2011;187(3): p. 381-387

[70] (en) Granat, F., A. Geffre, N. Bourges-Abella, J.P. Braun, and C. Trumel, « Changes in haematology measurements with the Sysmex XT-2000iV during storage of feline blood sampled in EDTA or EDTA plus CTAD », J Feline Med Surg,‎ 2013;15(6): p. 433-444

[71] (en) Pastor, J., R. Cuenca, R. Velarde, L. Vinas, and S. Lavin, « Evaluation of a hematology analyzer with canine and feline blood », Vet Clin Pathol,‎ 1997;26(3): p. 138-147

[72] (en) Warren, A.L., T. Stokol, K.G. Hecker, and D.V. Nydam, « Storage-associated changes in the bovine hemogram with the Advia 120 hematology analyzer », Comp Clin Path,‎ 2013;22: p. 135-140.

[73] (en) Kennedy, S.A., P.D. Constable, I. Sen, and L. Couetil, « Effects of syringe type and storage conditions on results of equine blood gas and acid-base analysis », Am J Vet Res,‎ 2012;73(7): p. 979-987

[74] (en) Ehsani, A., A. Afshari, H. Bahadori, M. Mohri, and H.A. Seifi, « Serum constituents analyses in dairy cows: Effects of duration and temperature of the storage of clotted blood », Res Vet Sci,‎ 2008;85(3): p. 473-475

[75] Fontaine, M., N. Hamelin, and M. Paradis, « Stabilité des paramètres sanguins en fonction du temps, des conditions d'entreposage et de transport chez le chien », Med Vét Québec,‎ 1986;16(4): p. 157-164

[76] (en) Collicutt, N.B., B. Garner, R.D. Berghaus, M.S. Camus, and K. Hart, « Effect of delayed serum separation and storage temperature on serum glucose concentration in horse, dog, alpaca, and sturgeon », Vet Clin Pathol,‎ 2015;44(1): p. 120-127

[77] (en) Thoresen, S.I., A. Tverdal, G. Havre, and H. Morberg, « Effects of storage time and freezing temperature on clinical chemical parameters from canine serum and heparinized plasma », Vet Clin Pathol,‎ 1995;24(4): p. 129-133

[78] (en) Hirano, T., T. Yoneyama, H. Matsuzaki, and T. Sekine, « Simple method for preparing a concentration gradient of serum components by freezing and thawing », Clin Chem,‎ 1991;37(7): p. 1225-1229

[79] (en) Blincoe, C. and D.W. Marble, « Storage stability of some bovine plasma enzymes », Am J Vet Res,‎ 1985;46(6): p. 1242-1244

[80] (en) Martins, P.G.M.A., P. Moriel, and J.D. Arthington, « Effects of storage temperature and repeated freeze-thaw cycles on stability of bovine plasma concentrations of haptoglobin and ceruloplasmin », J Vet Diagn Invest,‎ 2017;29(5): p. 738-740

[81] (en) Reynolds, B., B. Taillade, C. Medaille, F. Palenche, C. Trumel, and H.P. Lefebvre, « Effect of repeated freeze-thaw cycles on routine plasma biochemical constituents in canine plasma », Vet Clin Pathol,‎ 2006;35(3): p. 339-340

[82] (en) Cordero, M., B.W. Brorsen, and D. McFarlane, « Circadian and circannual rhythms of cortisol, ACTH, and alpha-melanocyte-stimulating hormone in healthy horses », Domest Anim Endocrinol,‎ 2012;43(4): p. 317-324.

[:6-83] {a et b} (en) Urbanski, H.F., J.L. Downs, V.T. Garyfallou, J.A. Mattison, M.A. Lane, G.S. Roth, and D.K. Ingram, « Effect of caloric restriction on the 24-hour plasma DHEAS and cortisol profiles of young and old male rhesus macaques », . Ann N Y Acad Sci,‎ 2004;1019: p. 443-447.

[84] (en) Paramastri, Y., F. Royo, J. Eberova, H.E. Carlsson, D. Sajuthi, A.L. Fernstrom, J. Pamungkas, and J. Hau, « Urinary and fecal immunoglobulin A, cortisol and 11-17 dioxoandrostanes, and serum cortisol in metabolic cage housed female cynomolgus monkeys (Macaca fascicularis) », J Med Primatol,‎ 2007;36(6): p. 355-364.

[85] (en) Bertani, S., L. Carboni, A. Criado, F. Michielin, L. Mangiarini, and E. Vicentini, « Circadian profile of peripheral hormone levels in Sprague-Dawley rats and in common marmosets (Callithrix jacchus) », In Vivo,‎ 2010;24(6): p. 827-836.

[86] (en) Gallo, P.V. and J. Weinberg, « Corticosterone rhythmicity in the rat: Interactive effects of dietary restriction and schedule of feeding », J Nutr,‎ 1981;111(2): p. 208-218.

[87] (en) Ohkura, N., K. Oishi, Y. Sekine, G. Atsumi, N. Ishida, J. Matsuda, and S. Horie, « Comparative study of circadian variation in numbers of peripheral blood cells among mouse strains: Unique feature of C3H/HeN mice. », Biol Pharm Bull,‎ 2007;30(6): p. 1177-1180.

[88] (en) Johnston, S.D. and E.C. Mather, « Canine plasma cortisol (hydrocortisone) measured by radioimmunoassay: Clinical absence of diurnal variation and results of ACTH stimulation and dexamethasone suppression tests », Am J Vet Res,‎ 1978;39(11): p. 1766-1770.

[89] (en) Johnston, S.D. and E.C. Mather, « Feline plasma cortisol (hydrocortisone) measured by radioimmunoassay », Am J Vet Res,‎ 1979;40(2): p. 190-192.

[90] (en) Giannetto, C., S. Casella, E. Giudice, S. Marafioti, F. Fazio, and G. Piccione, « Daily rhythms of acute phase proteins in cattle under different natural environmental conditions », Livestock Sci,‎ 2012;149: p. 195-200.

[91] (en) Widenhorn, N.I., M.C. Scaliglione, F.M. Tomatis, A.L. Sartore, and R.D. Cerutti, « Endogenous haematological rhythm in dogs », Comp Clin Path,‎ 2011;20: p. 491-499.

[92] Giudicea, E., C. Gianetto, F. Fazio, and G. Piccione, « Daily rhythm of creatinine in dog: Clinical and diagnostic significance », Biol Rhythm Res,‎ 2009;40: p. 181-187.

[93] (en) Nollens, H.H., T.R. Robeck, T.L. Schmitt, L.L. Croft, S. Osborn, and J.F. McBain, « Effect of age, sex, and season on the variation in blood analytes of a clinically normal ex situ population of killer whales (Orcinus orca) », Vet Clin Pathol,‎ 2019;48(1): p. 100-113.

[94] (en) Suzuki, M., K. Banno, T. Usui, N. Funasaka, T. Segawa, T. Kirihata, H. Kamisako, K. Ueda, and A. Munakata, « Seasonal changes in plasma levels of thyroid hormones and the effects of the hormones on cellular atp content in common bottlenose dolphin », Gen Comp Endocrinol,‎ 2018;262: p. 20-26.

[95] (de) Strasser, A., M. Seiser, V. Heizmann, and H. Niedermüller, « Einfluss der Jahreszeit auf hämatologische und klinische Parameter in einer Beagleskohorte », Kleintierpraxis,‎ 2001;46(12): p. 793-804.

[96] (en) Yokus, B. and U.D. Cakir, « Seasonal and physiological variations in serum chemistry and mineral concentrations in cattle », Biol Trace Elem Res,‎ 2006;109(3): p. 255-266.

[97] (en) Videan, E.N., C.B. Heward, J. Fritz, J. Murphy, C. Cortez, and Y. Su, « Relationship between sunlight exposure, housing condition, and serum vitamin d and related physiologic biomarker levels in captive chimpanzees (Pan troglodytes) », Comp Med,,‎ 2007;57(4): p. 402-406.

[98] (en) Kuehnel, F., J. Grohmann, U. Buchwald, G. Koeller, D. Teupser, and A. Einspanier, « Parameters of haematology, clinical chemistry and lipid metabolism in the common marmoset and alterations under stress conditions », J Med Primatol,‎ 2012;41(4): p. 241-250.

[99] (en) Mendoza, S.P., M.R. Hennessy, and D.M. Lyons, « Distinct immediate and prolonged effects of separation on plasma cortisol in adult female squirrel monkeys », Psychobiology,‎ 1992;20: p. 300-306.

[100] (en) Norcross, J.L. and J.D. Newman, « Effects of separation and novelty on distress vocalizations and cortisol in the common marmoset (Callithrix jacchus) », Am J Primatol,‎ 1999;47(3): p. 209-222.

[101] (en) Tsai, P.P., U. Pachowsky, H.D. Stelzer, and H. Hackbarth, « Impact of environmental enrichment in mice. 1: Effect of housing conditions on body weight, organ weights and haematology in different strains », Lab Anim,‎ 2002;36(4): p. 411-419.

[102] (en) Marashi, V., A. Barnekow, E. Ossendorf, and N. Sachser, « Effects of different forms of environmental enrichment on behavioral, endocrinological, and immunological parameters in male mice », Horm Behav,‎ 2003;43(2): p. 281-292.

[103] (en) Spangenberg, E.M.F., L. Björklund, and K. Dahlborn, « Outdoor housing of laboratory dogs : Effects on activity, behavioour, and physiology », Appl Anim Behav Sci,‎ 2006;96:p. 260-276

[104] (en) Grelet, C., V. Vanden Dries, J. Leblois, J. Wavreille, L. Mirabito, H. Soyeurt, S. Franceschini, N. Gengler, Y. Brostaux, C. HappyMoo, and F. Dehareng, « Identification of chronic stress biomarkers in dairy cows », Animal, 2022. 16(5): p. 100502.,‎ 2022;16(5): p. 100502.

[105] (en) Raghavan, R.P., S.K. Panicker, and B. Vakayil, « Effect of stress on the production performance, hematology and gastrointestinal enzymes in broilers », Philipp J Vet Anim Sci,‎ 2012;38: p. 134-140

[106] (en) Uarquin, D.G., J.S. Meyer, F.P. Cardenas, and M.J. Rojas, « Effect of overcrowding on hair corticosterone concentrations in juvenile male Wistar rats », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2016;55(6): p. 749-755

[107] (en) Eicher, S.D., D.C. Lay, Jr., J.D. Arthington, and M.M. Schutz, « Effects of rubber flooring during the first 2 lactations on production, locomotion, hoof health, immune functions, and stress », J Dairy Sci,‎ 2013;96(6): p. 3639-3651.

[108] (en) Guo, Y., Y. Wang, Z. Liu, X. Guo, Y. Deng, Q. Ouyang, H. Liu, S. Hu, B. Hu, L. Li, H. He, L. Xia, R. Zhang, and J. Wang,, « Effects of rearing systems on production performance, antioxidant capacity and immune status of meat ducks at different ages », Animal,‎ 2021;15(7): p. 100199

[109] (en) Zutshi, B., S.G. Prasad, and R. Nagaraja, « Alteration in hematology of labeo rohita under stress of pollution from lakes of Bangalore, Karnataka, India », Environ Monit Assess,‎ 2010;168(1-4): p. 11-19

[110] (en) da Silva, E.B., S.A. da Silva Correa, D.M. de Souza Abessa, B.F.X. da Silva, D. Rivero, and R. Seriani, « Mucociliary transport, differential white blood cells, and cyto-genotoxicity in peripheral erythrocytes in fish from a polluted urban pond », Environ Sci Pollut Res Int,‎ 2018;25(3): p. 2683-2690

[111] (en) Yadav, B., V. Pandey, S. Yadav, Y. Singh, V. Kumar, and R. Sirohi, « Effect of misting and wallowing cooling systems on milk yield, blood and physiological variables during heat stress in lactating Murrah buffalo », J Anim Sci Technol,‎ 2016;58:2

[112] (en) Hamzaoui, S., A.A. Salama, E. Albanell, X. Such, and G. Caja, « Physiological responses and lactational performances of late-lactation dairy goats under heat stress conditions », J Dairy Sci,‎ 2013;96(10): p. 6355-6365

[113] (en) Macias-Cruz, U., M.A. Lopez-Baca, R. Vicente, A. Mejia, F.D. Alvarez, A. Correa-Calderon, C.A. Meza-Herrera, M. Mellado, J.E. Guerra-Liera, and L. Avendano-Reyes, « Effects of seasonal ambient heat stress (spring vs. summer) on physiological and metabolic variables in hair sheep located in an arid region », Int J Biometeorol,‎ 2016;60(8): p. 1279-1286

[114] (en) Tarrant, P.V., F.J. Kenny, D. Harrington, and M. Murphy, « Long distance transportation of steers to slaughter: Effect of stocking density on physiology, behaviour and carcass quality », Livestock Prod Sci,‎ 1992;30: p. 223-228.

[115] (en) Sommavilla, R., L. Faucitano, H. Gonyou, Y. Seddon, R. Bergeron, T. Widowski, T. Crowe, L. Connor, M.B. Scheeren, S. Goumon, and J. Brown, « Season, transport duration and trailer compartment effects on blood stress indicators in pigs: Relationship to environmental, behavioral and other physiological factors, and pork quality traits », Animals (Basel),‎ 2017;7(2):7020008

[116] (en) Bejaei, M. and K.M. Cheng, « A survey of current ostrich handling and transport practices in North America with reference to ostrich welfare and transportation guidelines set up in other countries », Poult Sci,‎ 2014;93(2): p. 296-306.

[117] (en) Kim, C.Y., J.S. Han, T. Suzuki, and S.S. Han, « Indirect indicator of transport stress in hematological values in newly acquired cynomolgus monkeys », J Med Primatol,‎ 2005;34(4): p. 188-192.

[118] (en) Stull, C.L. and A.V. Rodiek, « Physiological responses of horses to 24 hours of transportation using a commercial van during summer conditions », J Anim Sci,‎ 2000;78(6): p. 1458-1466

[119] (en) Chanoit, G.P., D. Concordet, H.P. Lefebvre, K. Orcel, and J.P. Braun, « Exercise does not induce major changes in plasma muscle enzymes, creatinine, glucose and total protein concentrations in untrained Beagle dogs », J Vet Med A,‎ 2002;49(4): p. 222-224.

[120] (en) Casella, S., F. Fazio, C. Russo, E. Giudice, and G. Piccione, « Acute phase proteins response in hunting dogs », J Vet Diagn Invest,‎ 2013;25(5): p. 577-580

[121] (en) McKenzie, E.C., E. Jose-Cunilleras, K.W. Hinchcliff, T.C. Holbrook, C. Royer, M.E. Payton, K. Williamson, S. Nelson, M.D. Willard, and M.S. Davis, « Serum chemistry alterations in Alaskan sled dogs during five successive days of prolonged endurance exercise », J Am Vet Med Assoc,‎ 2007;230(10): p. 1486-1492

[122] (en) Flethoj, M., J.K. Kanters, M.M. Haugaard, P.J. Pedersen, H. Carstensen, J.D. Balling, L.H. Olsen, and R. Buhl, « Changes in heart rate, arrhythmia frequency, and cardiac biomarker values in horses during recovery after a long-distance endurance ride », J Am Vet Med Assoc,‎ 2016;248(9): p. 1034-1042

[123] (en) Snow, D.H., R.C. Harris, and E. Stuttard, « Changes in haematology and plasma biochemistry during maximal exercise in Greyhounds », Vet Record,‎ 1988;123: p. 487-489

[124] (en) Kedzierski, W., « Changes in plasma leptin concentration during different types of exercises performed by horses », Animal,,‎ 2014;8(9): p. 1456-1461

[125] (en) Gunther-Harrington, C.T., R. Arthur, K. Estell, B. Martinez Lopez, A. Sinnott, E. Ontiveros, A. Varga, and J.A. Stern, « Prospective pre- and post-race evaluation of biochemical, electrophysiologic, and echocardiographic indices in 30 racing thoroughbred horses that received furosemide », BMC Vet Res,‎ 2018;14(1): 18

[126] (en) Downs, L.G., S.M. Crispin, V. LeGrande-Defretin, G. Perez-Camargo, T. McCappin, and C.H. Bolton, « The influence of lifestyle and diet on the lipoprotein profile of border collies », Res Vet Sci,‎ 1997;63(1): p. 35-42

[127] (en) Spoo, J.W., D.L. Zoran, R.L. Downey, K. Bischoff, and J.J. Wakshlag, « Serum biochemical, blood gas and antioxidant status in search and rescue dogs before and after simulated fieldwork », Vet J,‎ 2015;206(1): p. 47-53

[128] (en) Bergfelt, D.R., S. Davis, A. Conan, M. Martinez, M. Vences, R. Canales, and R. Sanchez-Okrucky, « Plasma concentrations of corticosteroids associated with performance-based physical activities in bottlenose dolphins », J Zoo Aquat Res,‎ 2020;8:p. 152-158

[129] Passive immune transfer in puppies, « Chastant S. and H. Mila », Anim Reprod Sci,‎ 2019;207:p. 162-170

[130] (en) Bush, L.J. and T.E. Staley, « Absorption of colostral immunoglobulins in newborn calves. », J Dairy Sci,‎ 1980;63(4): p. 672-680

[:4-131] {a et b} (en) Braun, J.P., D. Tainturier, P. Bezille, I. Raviart, and A.G. Rico, « Transfer of gamma-glutamyltransferase from mother colostrum to newborn goat and foal », Enzyme,‎ 1984;31(4): p. 193-196

[132] Braun, J.P., D. Tainturier, C. Laugier, P. Benard, J.P. Thouvenot, and A.G. Rico, « Early variations of blood plasma gamma-glutamyl transferase in newborn calves--a test of colostrum intake », J Dairy Sci,‎ 1982;65(11): p. 2178-2181

[:5-133] {a et b} Bouda, J., V. Dvorak, E. Minksovar, and R. Dvorak,, « The activities of GOT, gamma-GT, alkaline phosphatase in blood of cows and their calves fed from buckets », Acta Vet (Brno),‎ 1980;49(3-4):p. 193-198

[134] (en) Lucena, S., A.V. Coelho, A. Munoz-Prieto, S.I. Anjo, B. Manadas, E.S.F. Capela, E. Lamy, and A. Tvarijonaviciute, « Changes in the salivary proteome of beagle dogs after weight loss », Domest Anim Endocrinol,‎ 2020;72:106474

[135] (en) Vanacker, N., C.L. Girard, R. Blouin, and P. Lacasse, « Effects of feed restriction and supplementary folic acid and vitamin b12 on immune cell functions and blood cell populations in dairy cows », Animal,‎ 2020;14(2): p. 339-345

[136] (en) Downs, J.L., J.A. Mattison, D.K. Ingram, and H.F. Urbanski, « Effect of age and caloric restriction on circadian adrenal steroid rhythms in rhesus macaques », Neurobiol Aging,‎ 2008;29(9): p. 1412-1422

[137] (en) E. L. De Vrij, H. R. Bouma, R. H. Henning and S. T. Cooper, « Hibernation and hemostasis », Front Physiol,‎ 2023;14:1207003

[138] (en) A. M. Frobert, C. G. Nielsen, M. Brohus, J. Kindberg, O. Frobert and M. T. Overgaard, « Hypothyroidism in hibernating brown bears », Thyroid Res,‎ 2023;16(1):p. 3

[139] (en) P. Stenvinkel, O. Frobert, B. Anderstam, F. Palm, M. Eriksson, A. C. Bragfors-Helin, et al., « Metabolic changes in summer active and anuric hibernating free-ranging brown bears (Ursus arctos) », PLoS One,‎ 2013;8(9):p. e72934

[140] (en) Higami, Y., H. Yamaza, and I. Shimokawa, « Laboratory findings of caloric restriction in rodents and primates », Adv Clin Chem,‎ 2005;39: p. 211-237

[141] (en) Black, A., D.B. Allison, S.A. Shapses, E.M. Tilmont, A.M. Handy, D.K. Ingram, G.S. Roth, and M.A. Lane, « Calorie restriction and skeletal mass in rhesus monkeys (Macaca mulatta): Evidence for an effect mediated through changes in body size », J Gerontol A Biol Sci Med Sci,‎ 2001;56(3): p. b98-107

[142] (en) Engelking, L.R, « Equine fasting hyperbilirubinemia. Adv Vet Sci Comp Med, 1993. 37: p. 115-125. », Adv Vet Sci Comp Med,‎ 1993;37: p. 115-125

[143] (en) Freestone, J.F., K.J. Wolfsheimer, R.B. Ford, G. Church, and R. Bessin, « Triglyceride, insulin, and cortisol responses of ponies to fasting and dexamethasone administration », J Vet Intern Med,‎ 1991;5(1): p. 15-22

[144] (en) Cornelius, C.E., P.A. Rodgers, M.L. Bruss, and C.E. Ahlfors, « Characterization of Gilbert-like syndrome in squirrel monkeys (Saimiri sciureus) », J Med Primatol,‎ 1985;14(2): p. 59-74

[145] (en) Bauer, S. A.; Leslie, K. E.; Pearl, D. L.; Fournier, J.; Turner, P. V.,, « Survey of prevalence of overweight body condition in laboratory‐housed cynomolgus macaques (Macaca fascicularis) », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2010;49(4):407‐414

[146] (en) Sterck, E. H. M.; Zijlmans, D. G. M.; de Vries, H.; van den Berg, L. M.; van Schaik, C. P.; Langermans, J. A.M., « Determining overweight and underweight with a new weight‐for‐height index in captive group‐housed macaques », Am J Primatol,‎ 2019;81(6):e22996

[147] (en) Wu, D.; Yue, F.; Zhang, Y. A., « The changes of glucose and lipid metabolism in overweight middle‐aged cynomolgus monkeys », J Med Primatol,‎ 2012;41(6):349‐355

[148] (en) T. O. Martins, R. C. Ramos, G. Possidonio, M. R. M. Bosculo, P. L. Oliveira, L. R. Costa, et al., « Feline obesity causes hematological and biochemical changes and oxidative stress - a pilot study », Vet Res Commun,‎ 2022;47:p. 167-177

[149] (en) G. M. Forster, J. Stockman, N. Noyes, A. L. Heuberger, C. D. Broeckling, C. M. Bantle, et al., « A Comparative Study of Serum Biochemistry, Metabolome and Microbiome Parameters of Clinically Healthy, Normal Weight, Overweight, and Obese Companion Dogs », Top Companion Anim Med,‎ 2018;33(4):p. 126-135

[150] F. de La Farge, A. Vuillaume, S. Durand, J. P. Braun, P. Valdiguié and A. G. Rico, « Lipides et lipoprotéines plasmatiques de l'oie des Landes (Anser anser): valeurs usuelles avant gavage et effets du gavage », Revue Méd Vét,‎ 1989;140(6): p. 511-516

[151] (en) Blois, S. L., D. G. Allen, R. D. Wood and P. D. Conlon, « Effects of aspirin, carprofen, deracoxib, and meloxicam on platelet function and systemic prostaglandin concentrations in healthy dogs », Am J Vet Res,‎ 2010;71(3):p. 349-358.

[152] (en) Brainard, B. M., C. P. Meredith, M. B. Callan, S. C. Budsberg, F. S. Shofer, B. Driessen and C. M. Otto, « Changes in platelet function, hemostasis, and prostaglandin expression after treatment with nonsteroidal anti-inflammatory drugs with various cyclooxygenase selectivities in dogs. Am J Vet Res 68(3): 251-257. », Am J Vet Res,‎ 2007;68(3):p. 251-257

[153] (en) Dijkstra, B., D. S. Guzman, K. Gustavsen, S. D. Owens, C. Hass, P. H. Kass and J. R. Paul-Murphy, « Renal, gastrointestinal, and hemostatic effects of oral administration of meloxicam to Hispaniolan Amazon parrots (Amazona ventralis) », Am J Vet Res,‎ 2015;76(4):p. 308-317

[154] (en) Braun, J. P., J. F. Guelfi, J. P. Thouvenot and A. G. Rico, « Haematological and biochemical effects of a single intramuscular dose of 6 alpha-methylprednisolone acetate in the dog », Res Vet Sci,‎ 1981;31(2):p. 236-238

[155] (en) Adamama-Moraitou K.K., M. N. Saridomichelakis, Z. Polizopoulou, M. Kritsepi, A. Tsompanakou and A. F. Koutinas, « Short-term exogenous glucocorticosteroidal effect on iron and copper status in canine leishmaniasis (Leishmania infantum) », Can J Vet Res,‎ 2005;69(4):p. 287-292

[156] (en) Hermans, M., M. Charalambous, A. Pakozdy, U. Eisl-Glantschnigg, J. Nessler, S. A. Van Meervenne, G. Serrano, I. Cornelis, L. Van Ham, D. Paepe, B. J. Broeckx and S. F. Bhatti, « Evaluation of the effect of phenobarbital administration on the biochemistry profile, with a focus on serum liver values, in epileptic cats », J Feline Med Surg,‎ 2022;24(6): 530-538

[157] (en) Gieger, T. L., G. Hosgood, J. Taboada, K. J. Wolfsheimer and P. B. Mueller, « Thyroid function and serum hepatic enzyme activity in dogs after phenobarbital administration », J Vet Intern Med,‎ 2000;14(3):p. 277-281

[158] (en) Ortin-Bustillo, A., G. R. Vidal, D. E. Tortosa, M. Lopez-Arjona, C. P. Rubio, J. J. Ceron, A. Munoz-Prieto, L. Pardo-Marin, M. J. Lopez-Martinez, M. Botia, S. Martinez-Subiela, A. Tvarijonaviciute and F. Tecles, « Automated assays for trace elements and ferritin measurement in saliva of pigs: Analytical validation and a pilot application to evaluate different iron status », Res Vet Sci,‎ 2022;152:p. 410-416

[159] (en) Eisa, A. M. and L. S. Elgebaly, « Effect of ferrous sulphate on haematological, biochemical and immunological parameters in neonatal calves », Vet Ital,‎ 2010;46(3):p. 329-335

[160] (en) S. Getawa, M. Aynalem, M. Melku and T. Adane, « Blood specimen rejection rate in clinical laboratory: A systematic review and meta-analysis », Pract Lab Med,‎ 2023;33:e00303

[161] (en) Norman E.J., R. C. Barron, A. S. Nash and R. B. Clampitt, « Prevalence of low automated platelet counts in cats: comparison with prevalence of thrombocytopenia based on blood smear estimation », Vet Clin Pathol,‎ 2001;30(3):p. 137-140

[162] (en) Granat F., A. Geffré, J. P. Braun and C. Trumel, « Comparison of platelet clumping and complete blood count results with Sysmex XT-2000iV in feline blood sampled on EDTA or EDTA plus CTAD (Citrate, Theophylline, Adenosine, and Dipyridamole) », J Fel Med Surg,‎ 2011;13:p. 953-958

[163] (en) Clark P, Mogg TD, Tvedten HW, Korcal D., « Artifactual changes in equine blood following storage, detected using the Advia 120 hematology analyzer. », Vet Clin Pathol,‎ 2002;31:90‐94

[164] Olsen AK, Bladbjerg EM, Jensen AL, Hansen AK, « Effect of pre‐analytical handling on haematological variables in minipigs », Lab Anim,‎ 2001;35:p. 147‐152.

[165] (en) Furlanello T, Tasca S, Caldin M, et al., « Artifactual changes in canine blood following storage, detected using the ADVIA 120 hematology analyzer », Vet Clin Pathol,‎ 2006;35:p. 42‐46

[166] (en) Ho C. K. M., C. Chen, J. W. S. Setoh, W. W. T. Yap and R. C. W. Hawkins, « Optimization of hemolysis, icterus and lipemia interference thresholds for 35 clinical chemistry assays », Pract Lab Med,‎ 2021;25:e00232

[167] (en) Jacobs, R. M., J. H. Lumsden and E. Grift, « Effect of bilirubinemia, hemolysis, and lipemia on clinical chemistry analytes in bovine, canine, equine, and feline sera », Can Vet J,‎ 1992;33:p. 605-608.

[168] (en) Lippi G., N. Blanckaert, P. Bonini, S. Green, S. Kitchen, V. Palicka, et al., « Haemolysis: an overview of the leading cause of unsuitable specimens in clinical laboratories », Clin Chem Lab Med,‎ 2008;46(6):p. 764-772

[169] (en) T. Badrick, H. Barden, S. Callen, G. Dimeski, S. Gay, P. Graham, et al., « Consensus statement for the management and reporting of haemolysed specimens », Clin Biochem Rev,‎ 2016;37(4):p 140-142

[170] (en) Dorner, J. L., W. E. Hoffmann and M. M. Filipov, « Effect of in vitro hemolysis on values for certain porcine serum constituents », Vet Clin Pathol,‎ 1983;12(1):p. 15-19

[171] (en) Benson, K. G., J. Paul-Murphy and P. MacWilliams, « Effects of hemolysis on plasma electrolyte and chemistry values in the common green iguana (Iguana iguana) », J Zoo Wildl Med,‎ 1989;30(3):p. 413-415.

[172] (en) Hawkins, M. G., P. H. Kass, J. G. Zinkl and L. A. Tell, « Comparison of biochemical values in serum and plasma, fresh and frozen plasma, and hemolyzed samples from orange-winged Amazon parrots (Amazona amazonica) », Vet Clin Pathol,‎ 2006;35(2):p. 219-225

[173] (en) O'Neill, S. L. and B. F. Feldman, « Hemolysis as a factor in clinical chemistry and hematology of the dog », .Vet Clin Pathol,‎ 1989;18(3):p. 58-68

[174] Payrière, M., H. Lefebvre and J. P. Braun, « Effets du délai avant centrifugation et de l'hémolyse sur l'activité de la créatine-kinase plasmatique chez le cheval et le chien », Revue Méd Vét,‎ 1991;142'10):p. 749-751

[175] (en) Fernández Prendes C., M. J. Castro Castro, L. Sánchez Navarro, L. Rapún Mas, C. Morales Indiano and T. Arrobas Velilla, « Handling of lipemic samples in the clinical laboratory », Adv Lab Med,‎ 2023;4(1):p. 5-15

[176] (en) Tryland M. and E. Brun, « Serum chemistry of the minke whale from the northeastern Atlantic », J Wildl Dis,‎ 2001;37(2):p. 332-341

[177] (en) Rossi G., A. Richardson, H. Jamaludin and C. Secombe, « Preanalytical variables affecting the measurement of serum paraoxonase-1 activity in horses », J Vet Diagn Invest,‎ 2021;33(1):p. 59-66

[178] (en) Rossi G., S. Meazzi, A. Giordano and S. Paltrinieri, « Serum paraoxonase 1 activity in cats: analytical validation, reference intervals, and correlation with serum amyloid A and alpha-1-acid glycoprotein », J Vet Diagn Invest,‎ 2020;32(6):p. 844-855

[179] (en) Rossi G., A. Giordano, F. Pezzia, M. Kjelgaard-Hansen and S. Paltrinieri, « Serum paraoxonase 1 activity in dogs: preanalytical and analytical factors and correlation with C-reactive protein and alpha-2-globulin », Vet Clin Pathol,‎ 2013;42(3):p. 329-41

[180] (en) Grebert M., F. Granat, J. P. Braun, Q. Leroy, N. Bourges-Abella and C. Trumel, « Validation of the Sysmex XN-V hematology analyzer for canine specimens », Vet Clin Pathol,‎ 2021;50(2):p. 184-197

[181] (en) Bonatto N. C. M. , P. L. de Oliveira, A. M. Mancebo, L. R. Costa, M. R. M. Bosculo, A. M. Bosco, et al., « Postprandial lipemia causes oxidative stress in dogs », Res Vet Sci,‎ 2021;136:p. 277-286

[182] (en) Bonatto N. C. M. , L. S. S. Alves, L. E. Silva, C. A. Milhorine, L. D. de Barros, J. A. Santos, et al., « Does postprandial lipemia interfere with blood gas analysis and assessment of acid-base status in dogs? », Res Vet Sci,‎ 2023;154:p. 52-58

[183] (en) Garner B.C., H. Priest and J. Smith, « Pseudo-hypoproteinemia in a hyperbilirubinemic dog with immune-mediated hemolytic anemia », Vet Clin Pathol,‎ 2014;43(2):p. 266-269

[184] (en) A. Gupta and S. L. Stockham, « Refractometric total protein concentrations in icteric serum from dogs », J Am Vet Med Assoc,‎ 2014;244(1):p. 63-67

[185] (en) Sink C.A. and N. M. Weinstein, Practical veterinary urinalysis, Chichester, UK, Wiley-Blackwell, 2012

[186] (en) Vilhena, H. C., R. R. Santos, T. J. Sargo, T. B. Lima, S. S. Dias, M. R. Pastorinho, F. L. Queiroga and A. C. Silvestre-Ferreira, « Urine protein-to-creatinine concentration ratio in samples collected by means of cystocentesis versus manual compression in cats », J Am Vet Med Assoc,‎ 2015;246(8): p. 862-867.

[187] (en) Giraldi, M., S. Paltrinieri, G. Rossi, B. Ruggerone, J. Zambarbieri, A. Ercolani and P. Scarpa, « Influence of preanalytical factors on feline proteinuria », Vet Clin Pathol,‎ 2021;50(3):p. 369-375

[188] (en) Beatrice, L., F. Nizi, D. Callegari, S. Paltrinieri, E. Zini, P. D'Ippolito and A. Zatelli, « Comparison of urine protein-to-creatinine ratio in urine samples collected by cystocentesis versus free catch in dogs », J Am Vet Med Assoc,‎ 2010;236(11):p. 1221-1224

[189] (en) Higham, J. P.; Girard‐Buttoz, C.; Engelhardt, A.; Heistermann, M., « Urinary C‐peptide of insulin as a non-invasive marker of nutritional status: some practicalities », PLoS One,‎ 2011;6(7):e22398

[190] (en) Stechman MJ, Ahmad BN, Loh NY, et al, « Establishing normal plasma and 24-hour urinary biochemistry ranges in C3H, BALB/c and C57BL/6J mice following acclimatization in metabolic cages », Lab Anim,‎ 2010;44:p. 218–225

[191] (en) Watson, A. D., H. P. Lefebvre, D. Concordet, V. Laroute, J. P. Ferre, J. P. Braun, F. Conchou and P. L. Toutain, « Plasma exogenous creatinine clearance test in dogs: comparison with other methods and proposed limited sampling strategy », J Vet Intern Med,‎ 2002;16(1):p.22-33

[:7-192] {a et b} (en) Anestis, S. F.; Breakey, A. A.; Beuerlein, M. M.; Bribiescas, R. G., « Specific gravity as an alternative to creatinine for estimating urine concentration in captive and wild chimpanzee (Pan troglodytes) samples », Am J Primatol,‎ 2009;71(2):p. 130‐135

[193] (en) M. Mosch, S. Reese, K. Weber, K. Hartmann and R. Dorsch, « Influence of preanalytic and analytic variables in canine and feline urine specific gravity measurement by refractometer », J Vet Diagn Invest,‎ 2020;32(1):p. 36-43

[194] Braun J.P., A. G. Rico, P. Benard, V. Burgat-Sacaze, B. Eghbali and J. C. Godfrain, « La gamma-glutamyltransférase en toxicologie rénale chez le rat. Bases de son utilisation – Intérêt lors de néphrite aiguë mercurielle », Toxicology,‎ 1978;11(1):p. 73-82

[195] (en) Theron M.L., L. Piane, L. Lucarelli, R. Henrion, C. Layssol-Lamour, F. Palanche, et al., « Effects of storage conditions on results for quantitative and qualitative evaluation of proteins in canine urine », Am J Vet Res,‎ 2017;78(8):p. 990-999

[196] (en) Vientos-Plotts, A. I., E. N. Behrend, E. G. Welles, D. J. Chew, P. R. Gaillard, J. N. Busler and H. P. Lee, « Effect of blood contamination on results of dipstick evaluation and urine protein-to-urine creatinine ratio for urine samples from dogs and cats », Am J Vet Res,‎ 2018:79(5):p. 525-531.

[197] (en) Lammey, M. L., J. J. Ely, T. Zavaskis, E. Videan and M. M. Sleeper (2011)., « Effects of aging and blood contamination on the urinary protein-creatinine ratio in captive chimpanzees (Pan troglodytes) », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2011;50(3): 374-377

[198] (en) Barsanti, J.A. and D. R. Finco, « Protein concentration in urine of normal dogs », Am J Vet Res,‎ 1979;40(11):p. 1583-1588

[199] (en) N. Kutsukake, K. Ikeda, S. Honma, M. Teramoto, Y. Mori, I. Hayasaka, et al., « Validation of salivary cortisol and testosterone assays in chimpanzees by liquid chromatography-tandem mass spectrometry », Am J Primatol,‎ 2009;71(8):p. 696-706

[200] (en) Smith T.E. and J. A. French, « Psychosocial stress and urinary cortisol excretion in marmoset monkeys (Callithrix kuhli) », Physiol Behav,‎ 1997;62(2):p. 225-232

[201] Uechi M., H. Terui, T. Nakayama, M. Mishina, Y. Wakao and M. Takahashi, « Circadian variation of urinary enzymes in the dog », J Vet Med Sci,‎ 1994;56(5):p. 849-854

[:10-202] {a et b} (en) Jergens A.E., D. L. McCaw and J. E. Hewett, « Effects of collection time and food consumption on the urine protein/creatinine ratio in the dog », Am J Vet Res,‎ 1987;48(7):p. 1106-1109

[203] van Vonderen I.K., H. S. Kooistra and A. Rijnberk, « Intra- and interindividual variations in urine osmolality and urine specific gravity in healthy pet dogs of various ages. », J Vet Intern Med,‎ 1997;11(1):p. 30-35

[204] (en) Sturgess C.P., A. Hesford, H. Owen and R. Privett, « An investigation into the effects of storage on the diagnosis of crystalluria in cats », J Feline Med Surg,‎ 2001;3(2):p. 81-85

[205] (en) Palmore, W. P., J. M. Gaskin and J. T. Nielson, « Effects of diet on feline urine », Lab Anim Sci,‎ 1978;28(5):p. 551-555.

[206] Passlack, N., B. Kohn, M. G. Doherr and J. Zentek, « Influence of protein concentration and quality in a canned diet on urine composition, apparent nutrient digestibility and energy supply in adult cats. », BMC Vet Res,‎ 2018;14(1):225.

[207] (en) Spinella G., S. Valentini, M. Matarazzo, L. Tidu, E. Ferlizza, G. Isani, et al., « Effects of exercise on urinary biochemical parameters and proteins in a group of well-trained military working dogs », Vet Q,‎ 2023;43(1):p. 1-9

[208] (en) Keay, J.M., J. Singh, M.C. Gaunt, and T. Kaur, « Fecal glucocorticoids and their metabolites as indicators of stress in various mammalian species: A literature review », J Zoo Wildl Med,‎ 2006;37(3):p. 234-244.

[209] (en) Yarnell, K. and S. L. Walker, « Glucocorticoid assessment in the domestic horse: The impacts of time and climatic variables on sample integrity », Equine Vet J,‎ 2018;50(2):p. 270-272.

[210] (en) Mashburn, K. L. and S. Atkinson, « Evaluation of adrenal function in serum and feces of Steller sea lions (Eumetopias jubatus): influences of molt, gender, sample storage, and age on glucocorticoid metabolism », Gen Comp Endocrinol,‎ 2004;136(3):p. 371-381.

[211] (en) Lynch, J. W.; Khan, M. Z.; Altmann, J.; Njahira, M. N.; Rubenstein, N., « Concentrations of four fecal steroids in wild baboons: short‐term storage conditions and consequences for data interpretation », Gen Comp Endocrinol,‎ 2003;132 (2):p. 264‐71.

[212] (en) Faecal glucocorticoid metabolites: how to express yourself - comparison of absolute amounts versus concentrations in samples from a study in laboratory rats, « Lepschy M., C. Touma and R. Palme », Lab Anim,‎ 2010;44(3):p. 192-198

[213] (en) Rowland N.E and L. A. Toth, « Analytic and interpretational pitfalls to measuring fecal corticosterone metabolites in laboratory rats and mice », Comp Med,‎ 2019;69(5):p. 337-349

[214] (en) Kalliokoski O., J. Hau, K. R. Jacobsen, C. Schumacher-Petersen and K. S. Abelson, « Distribution and time course of corticosterone excretion in faeces and urine of female mice with varying systemic concentrations », Gen Comp Endocrinol,‎ 2010;168(3):p. 450-454

[215] (en) Madeira Buti, E. T.; Kugelmeier, T.; Sobral, G.; Viau Furtado, P.; do Valle Dutra de Andrade Neves, D.; Alvarenga de Oliveira, C., « Fecal glucocorticoid metabolites and assay validation: Stress response evaluation in captive brown howler monkeys (Alouatta clamitans) », J Med Primatol,‎ 2018;47:p. 226–231

[216] (en) Kutsukake, N., K. Ikeda, S. Honma, M. Teramoto, Y. Mori, I. Hayasaka, R. Yamamoto, T. Ishida, Y. Yoshikawa and T. Hasegawa, « Validation of salivary cortisol and testosterone assays in chimpanzees by liquid chromatography-tandem mass spectrometry », Am J Primatol,‎ 2009;71(8):p. 696-706 (Am J Primatol 71(8): 696-706)

[217] (en) Touma, C., N. Sachser, E. Mostl and R. Palme, « Effects of sex and time of day on metabolism and excretion of corticosterone in urine and feces of mice », Gen Comp Endocrinol,‎ 2003;130(3):p. 267-278

[218] (en) Thanos, P. K., S. A. Cavigelli, M. Michaelides, D. M. Olvet, U. Patel, M. N. Diep and N. D. Volkow, « A non-invasive method for detecting the metabolic stress response in rodents: characterization and disruption of the circadian corticosterone rhythm », Physiol Res,‎ 2009;58(2):p. 219-228

[219] (en) Sousa, M. B. and T. E. Ziegler, « Diurnal variation on the excretion patterns of fecal steroids in common marmoset (Callithrix jacchus) females. », Am J Primatol,‎ 1998;46(2):p. 105-117.

[220] (en) Houser, D. S., C. D. Champagne, S. K. Wasser, R. K. Booth, T. Romano and D. E. Crocker, « Influence of season, age, sex, and time of day on the endocrine profile of the common bottlenose dolphin (Tursiops truncatus) », Gen Comp Endocrinol,‎ 2021;313:13889.

[221] (en) Spies, K. E. and J. E. Slovak, « Pilot study of the effect of gastrointestinal diets on fecal occult blood testing in cats », J Feline Med Surg,‎ 2020;22(7):p. 656-663.

[222] (en) Cook, A. K., S. D. Gilson, W. D. Fischer and P. H. Kass, « Effect of diet on results obtained by use of two commercial test kits for detection of occult blood in feces of dogs », Am J Vet Res8,‎ 1992;53(10):p. 1749-1751.

[223] (en) Fuller, G., A. Murray, M. Thueme, M. McGuire, J. Vonk and S. Allard, « Behavioral and hormonal responses to the availability of forage material in Western lowland gorillas (Gorilla gorilla gorilla) », Zoo Biol,‎ 2018;37(1):p. 23-34

[224] (en) Walters, S. L., C. J. Torres-Urbano, L. Chichester and R. E. Rose, « The impact of huts on physiological stress: a refinement in post-transport housing of male guineapigs (Cavia porcellus) », Lab Anim,‎ 2012;46(3):p; 220-224

[225] (en) Schmidt, A., S. Biau, E. Mostl, M. Becker-Birck, B. Morillon, J. Aurich, J. M. Faure and C. Aurich, « Changes in cortisol release and heart rate variability in sport horses during long-distance road transport », Domest Anim Endocrinol,‎ 2010;38(3):p. 179-189

[226] (en) Nicholson, A., R. D. Malcolm, P. L. Russ, K. Cough, C. Touma, R. Palme and M. V. Wiles, « The response of C57BL/6J and BALB/cJ mice to increased housing density », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2009;48(6):p. 740-753

[227] (en) Szendro, Z., A. Miko, M. Odermatt, Z. Gerencser, I. Radnai, B. Dezsery, E. Garai, I. Nagy, K. Szendro and Z. Matics, « Comparison of performance and welfare of single-caged and group-housed rabbit does », Animal,‎ 2013;7(3):p. 463-468

[228] (en) Kalliokoski, O., J. A. Timm, I. B. Ibsen, J. Hau, A. M. Frederiksen and M. F. Bertelsen, « Fecal glucocorticoid response to environmental stressors in green iguanas (Iguana iguana) », Gen Comp Endocrinol,‎ 2012;177(1):p. 93-97

[229] (en) Narita, T., R. Sato, N. Tomizawa, K. Tani, S. Komori and S. Hara, « Safety of reduced-dosage ketoprofen for long-term oral administration in healthy dogs », Am J Vet Res,‎ 2006; 67(7): 1115-1120

[230] (en) Ioannou A., H. Phillips, S. Keating, A. Barger, N. Lopez-Villalobos, M. Wilson, et al., « Blood-to-saliva glucose time lag in sedated healthy dogs », J Vet Diagn Invest,‎ 2021;33(6):p. 1147-1150

[231] (en) Munoz-Prieto A., D. Escribano, J. J. Ceron, S. Martinez-Subiela and A. Tvarijonaviciute, « Glucose, fructosamine, and insulin measurements in saliva of dogs: variations after an experimental glucose administration », Domest Anim Endocrinol,‎ 2019;66:p. 64-71

[232] (en) Lutz, C. K.; Tiefenbacher, S.; Jorgensen, M. J.; Meyer, J. S.; Novak, M. A., « Techniques for collecting saliva from awake, unrestrained, adult monkeys for cortisol assay », Am J Primatol,‎ 2000;52(2):p. 93‐99

[233] (en) Rapp‐Santos, K. J.; Altamura, L. A.; Norris, S. L.; Lugo‐Roman, L. A.; Rico, P. J.; Hofer, C. C., « Comparison of saliva collection methods for the determination of salivary cortisol levels in rhesus macaques (Macaca mulatta), cynomolgus macaques (Macaca fascicularis), and African green monkeys (Chlorocebus aethiops) », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2017;56(2):p. 181‐189

[234] (en) Higham J.P., A. B. Vitale, A. M. Rivera, J. E. Ayala and D. Maestripieri, « Measuring salivary analytes from free-ranging monkeys », Physiol Behav,‎ 2010;101(5):p. 601-607

[235] (en) Ash, H.; Smith, T. E.; Knight, S.; Buchanan‐Smith, H. M., « Measuring physiological stress in the common marmoset (Callithrix jacchus): Validation of a salivary cortisol collection and assay technique », Physiol Behav,‎ 2018;185:p. 14‐22.

[236] (en) Meunier S., M. Groessl, C. Reusch, F. Boretti and N. Sieber-Ruckstuhl, « Salivary cortisol in healthy dogs: a randomized cross-over study to evaluate different saliva stimulation methods and their effects on saliva volume and cortisol concentration », BMC Vet Res,‎ 2021;17(1):194

[237] (en) Lucena S., A. V. Coelho, F. Capela-Silva, A. Tvarijonaviciute and E. Lamy, « The effect of breed, gender, and acid stimulation in dog saliva proteome », Biomed Res Int,‎ 2018; 7456894

[238] (en) Contreras-Aguilar M. D., P. J. Vallejo-Mateo, E. Lamy, J. J. Ceron and C. P. Rubio, « Changes in salivary analytes in cows due to the in vitro presence of feed », BMC Vet Res,‎ 2022;18(1):275

[239] (en) Franco-Martinez, L., A. Ortin-Bustillo, C. P. Rubio, D. Escribano, M. Lopez-Arjona, E. Garcia-Manzanilla, J. J. Ceron, S. Martinez-Subiela, A. Tvarijonaviciute and F. Tecles, « Effects of pen faeces and feed contamination in biomarkers determination in oral fluid of pigs », Res Vet Sci,‎ 2022;152:p. 403-409

[:11-240] {a et b} (en) Escribano D., A. M. Gutierrez, M. Fuentes-Rubio and J. J. Ceron, « Saliva chromogranin A in growing pigs: a study of circadian patterns during daytime and stability under different storage conditions », Vet J,‎ 2014;199(3):p. 355-359

[241] (en) Escribano D., M. D. Contreras-Aguilar, A. Tvarijonaviciute, S. Martinez-Miro, S. Martinez-Subiela, J. J. Ceron, et al., « Stability of selected enzymes in saliva of pigs under different storage conditions: a pilot study », J Vet Med Sci,‎ 2018;80(11):p. 1657-1661

[242] (en) Perazzi A., R. Ricci, B. Contiero and I. Iacopetti Animals (Basel) 2022 Vol. 12 Issue 9, « Evaluation of salivary biochemistry in dogs with and without plaque, calculus, and cingivitis: Preliminary results », Animals (Basel),‎ 2022;12(9):1091

[243] (en) Giannetto C., F. Fazio, A. Assenza, D. Alberghina, M. Panzera and G. Piccione, « Parallelism of circadian rhythmicity of salivary and serum cortisol concentration in normal dogs », J Appl Biomed,‎ 2014;122:p. 229-233

[244] (en) Colussi A., B. Stefanon, C. Adorini and M. Sandri, « Variations of salivary cortisol in dogs exposed to different cognitive and physical activities », Italian J Anim Sc,‎ 2018;17(4):p. 1030-1037

[245] (en) Contreras-Aguilar M.D., E. Lamy, D. Escribano, J. J. Ceron, F. Tecles, A. J. Quiles, et al., « Circadian rhythm and season: A pilot study », Animals (Basel),‎ 2020;10(9):1486

[246] (en) R. S. Emery, C. K. Smith, R. M. Grimes, C. F. Huffman and C. W. Duncan, « Physical and chemical changes in bovine saliva and rumen liquid with different hay-grain rations », J Dairy Sci,‎ 1960;43(1):p. 76-80

[247] (en) Rivera-Chacon R., S. Ricci, R. M. Petri, A. Haselmann, N. Reisinger, Q. Zebeli, et al., « Effect of duration of high-grain feeding on chewing, feeding behavior, and salivary composition in cows with or without a phytogenic feed supplement. », Animals (Basel),‎ 2022;12(15): 2001

[248] (en) Lam A. T. H., L. N. Johnson and C. R. Heinze, « Assessment of the clinical accuracy of serum and saliva assays for identification of adverse food reaction in dogs without clinical signs of disease », J Am Vet Med Assoc,‎ 2019;255(7):p. 812-816

[249] Janczarek I., A. Stachurska, W. Kedzierski, A. Wisniewska, M. Ryzak and A. Koziol, « The intensity of physiological and behavioral responses of horses to predator vocalizations », BMC Vet Res,‎ 2020;16(1):431

[250] (en) Arcuri G.B., M. H. A. Pantoja, C. G. Titto and D. D. S. Martins, « Preliminary analysis of reproductive, behavioral and physiological characteristics of military working dogs », Anim Reprod,‎ 2022;19(1):p. e20210092

[251] (en) Olvera-Maneu S., A. Carbajal, P. Serres-Corral and M. Lopez-Bejar, « Cortisol variations to estimate the physiological stress response in horses at a traditional equestrian event », Animals (Basel),‎ 2023;13(3):396

[252] (en) Herbel J., J. Aurich, C. Gautier, M. Melchert and C. Aurich, « Stress response of Beagle dogs to repeated short-distance road transport », Animals (Basel),‎ 2020;10(11):2014

[253] (en) Lei M.C., L. Felix, R. Cardoso, S. M. Monteiro, S. Silva and C. Venancio, « Non-Invasive biomarkers in saliva and eye infrared thermography to assess the stress response of calves during transport », Animals (Basel),‎ 2023;13(14):2311

[254] (en) Lopez-Arjona M., S. V. Mateo, J. J. Ceron and S. Martinez-Subiela, « Changes in salivary oxytocin after stroking in dogs: Validation of two assays for its assessment », Res Vet Sci,‎ 2021;136:p. 527-534

[255] (en) Ogi A., C. Mariti, P. Baragli, V. Sergi and A. Gazzano, « Effects of stroking on salivary oxytocin and cortisol in guide dogs: Preliminary results », Animals (Basel),‎ 2020;10(4):708

[256] (en) Templeman J.R., N. McCarthy, M. I. Lindinger and A. K. Shoveller, « Changes in salivary electrolyte concentrations in mid-distance trained sled dogs during 12 weeks of incremental conditioning », Physiol Rep,‎ 2020;8(12):e14493

[257] (en) Heimburge, S., Kanitz, E., Otten, W., « The use of hair cortisol for the assessment of stress in animals », Gen Comp Endocrinol,‎ 2019;270:p. 10‐17.

[Effects_of_body_region_and_time_on_hair_cortisol_concentrations_in_chimpanzees_(Pan_troglodytes)-258] {a et b} (en) Carlitz, E. H.; Kirschbaum, C.; Miller, R.; Rukundo, J.; van Schaik, C. P., « Effects of body region and time on hair cortisol concentrations in chimpanzees (Pan troglodytes) », Gen Comp Endocrinol,‎ 2015;223:p. 9‐15

[259] (en) Yamanashi, Y.; Morimura, N.; Mori, Y.; Hayashi, M.; Suzuki, J., « Cortisol analysis of hair of captive chimpanzees (Pan troglodytes) », Gen Comp Endocrinol,‎ 2013;194:p. 55‐63

[260] (en) Nejad, J.G. and H. G. Lee, « Coat color affects cortisol and serotonin levels in the serum and hairs of Holstein dairy cows exposed to cold winter », Domest Anim Endocrinol,‎ 2023;82:106768

[Evaluation_of_hair_and_nail_cortisol_concentrations_and_associations_with_behavioral,_physical,_and_environmental_indicators_of_chronic_stress_in_cats-261] {a et b} (en) Contreras E.T., R. Vanderstichel, C. Hovenga and M. R. Lappin, « Evaluation of hair and nail cortisol concentrations and associations with behavioral, physical, and environmental indicators of chronic stress in cats », J Vet Intern Med,‎ 2021;35(6):p. 2662-2672

[262] (en) Pereira P., N. Fandos Esteruelas, M. Nakamura, H. Rio-Maior, M. Krofel, A. Di Blasio, et al, « Hair cortisol concentration reflects the life cycle and management of grey wolves across four European populations », Sci Rep,‎ 2022;12(1):5697

[:9-263] {a et b} (en) Rosendahl, S., J. Anturaniemi, K. A. Vuori, R. Moore, M. Hemida and A. Hielm-Bjorkman, « Diet and dog characteristics affect major and trace elements in hair and blood of healthy dogs », Vet Res Commun,‎ 2022;46(1):p. 261-275

[:8-264] {a b et c} (en) Otten, W., S. Heimburge, A. Tuchscherer and E. Kanitz, « The age of hair matters - the incorporation of cortisol by external contamination is enhanced in distal hair segments of pigs and cattle », Animal,‎ 2022;16(4):100495

[265] (en) Yamanashi, Y.; Teramoto, M.; Morimura, N.; Hirata, S.; Suzuki, J.; Hayashi, M.; Kinoshita, K.; Murayama, M.; Idani, G., « ,Analysis of hair cortisol levels in captive chimpanzees: Effect of various methods on cortisol stability and variability », MethodsX,‎ 2016;3:p. 110‐117.

[266] (en) Feng, X. L.; Che, H. L.; Ning, X.; Ba, X. Y.; Li, J.; Zhang, J. F.; Wang, Y.; Hu, Z. F.; Hu, X. T.; Ren, X. F., « Direct sunlight exposure reduces hair cortisol levels in rhesus monkeys (Macaca mulatta) », Zool Res,‎ 2019;40(6):p. 583‐586

[267] (en) E. K. C. Kennedy and D. M. Janz, « Can scale cortisol concentration be quantified non-lethally in wild fish species? », Conserv Physiol,‎ 2023;11(1):coac081

[268] (en) Carlitz E.H., C. Kirschbaum, T. Stalder and C. P. van Schaik, « Hair as a long-term retrospective cortisol calendar in orang-utans (Pongo spp.): new perspectives for stress monitoring in captive management and conservation », Gen Comp Endocrinol,‎ 2014;195:p. 151-156

[269] (en) Colding-Jorgensen P., S. Hestehave, K. S. P. Abelson and O. Kalliokoski, « Hair glucocorticoids are not a historical marker of stress - Exploring the time-scale of corticosterone incorporation into hairs in a rat model », Gen Comp Endocrinol,‎ 2023;341:114335

[270] (en) Packer R. M. A. , A. M. Davies, H. A. Volk, H. L. Puckett, S. L. Hobbs and R. C. Fowkes, « What can we learn from the hair of the dog? Complex effects of endogenous and exogenous stressors on canine hair cortisol », PLoS One,‎ 2019;14(5): e0216000

[271] (en) van der Laan J. E. , C. M. Vinke and S. S. Arndt, « Evaluation of hair cortisol as an indicator of long-term stress responses in dogs in an animal shelter and after subsequent adoption », Sci Rep,‎ 2022;12(1):5117

[272] (en) Naidenko S.V., G. S. Alekseeva, P. S. Klyuchnikova and M. N. Erofeeva, « Application of Felid Hair for Non-Invasive Tracking of Animal Reproductive Status and Adrenal Activity », Animals (Basel),‎ 2022;12(20):2792

[273] (en) Babic N. L. , C. P. Johnstone, S. Reljic, A. Sergiel, D. Huber and R. D. Reina, « Evaluation of physiological stress in free-ranging bears: current knowledge and future directions », Biol Rev Camb Philos Soc,‎ 2023;98(1):p. 168-190

[274] (en) Bortolotti G.R., T. A. Marchant, J. Blas and T. German, « Corticosterone in feathers is a long-term, integrated measure of avian stress physiology », Function Ecology,‎ 2008;22:p. 494-500

[275] (en) Grelet, C., V. Vanden Dries, J. Leblois, J. Wavreille, L. Mirabito, H. Soyeurt, S. Franceschini, N. Gengler, Y. Brostaux, C. HappyMoo consortium and F. Dehareng, « Identification of chronic stress biomarkers in dairy cows », Animal 16(5): 100502.,‎ 2022;16(5):100502.

[276] (en) Uarquin D.G., J. S. Meyer, F. P. Cardenas and M. J. Rojas, « Effect of overcrowding on hair corticosterone concentrations in juvenile male Wistar rats », J Am Assoc Lab Anim Sci,‎ 2016;55(6):p. 749-755

[277] (en) Scorrano F., J. Carrasco, J. Pastor-Ciurana, X. Belda, A. Rami-Bastante, M. L. Bacci, et al., « Validation of the long-term assessment of hypothalamic-pituitary-adrenal activity in rats using hair corticosterone as a biomarker », FASEB J,‎ 2015;29(3):p. 859-867

[278] (en) Teeple, K., P. Rajput, M. Gonzalez, Y. Han-Hallett, E. Fernandez-Juricic and T. Casey, « High fat diet induces obesity, alters eating pattern and disrupts corticosterone circadian rhythms in female ICR mice », PLoS One,‎ 2023;18(1): e0279209.

[279] (en) Liberg, P., L. E. Magnusson and H. Schougaard, « Studies on the synovia in healthy horses with particular reference to the protein composition », Equine Vet J,‎ 1977;9(2):p. 87-91

[280] (en) Canning, P., A. Viall, K. O'Brien, D. Madson, K. Skoland, A. Krull, D. Linhares, P. Gauger, A. Ramirez and L. Karriker, « Determination of reference intervals for fluid analysis and cytologic evaluation variables in synovial fluid samples obtained from carpal and tarsal joints in commercial nonlame growing swine », Am J Vet Res,‎ 2018;79(8):p. 858-866

[281] (en) Hochwald, G. M., M. C. Wallenstein and E. S. Mathews, « Exchange of proteins between blood and spinal subarachnoid fluid », Am J Physiol,‎ 1969;217(2):p. 348-353

[282] (en) Abdelhakiem, M. A. H. and H. A. Hussein, « Collection of cerebrospinal fluid in 50 adult healthy donkeys (Equus asinus): clinical complications, and cytological and biochemical constituents », BMC Vet Res,‎ 2021;17(1):302

[283] (en) Mayhew, I. G., R. H. Whitlock and J. B. Tasker, « Equine cerebrospinal fluid: reference values of normal horses », Am J Vet Res,‎ 1977;38(8):p. 1271-1274

[284] (en) Orard, M., M. Depecker, E. Hue, P. H. Pitel, A. Couroucé-Malblanc and E. A. Richard, « Influence of bronchoalveolar lavage volume on cytological profiles and subsequent diagnosis of inflammatory airway disease in horses », Vet J,‎ 2016;207:p. 193-195

[285] (en) Estepa, J. C., I. Lopez, R. Mayer-Valor, M. Rodriguez and E. Aguilera-Tejero, « The influence of anticoagulants on the measurement of total protein concentration in equine peritoneal fluid », Res Vet Sci,‎ 2006;80(1):p. 5-10

[286] (en) Koch B.C., L. O. Daniels, L. T. Thomsen, M. B. M. Nielsen, M. Berendt and H. Gredal, « Collection of cerebrospinal fluid into EDTA versus plain tubes does not affect the standard analysis in dogs », Acta Vet Scand,‎ 2019;61(1):23

[:12-287] {a et b} (en) Okolo C.C., N. T. Emejuo, N. G. Udeagbala, U. E. Emeto, A. S. Ezema, O. V. Omeje, et al., « Effect of dipotassium-ethylenediaminetetraacetic acid or lithium-heparin treatments and storage times on selected clinicopathologic analytes in equine synovial fluid », Vet Clin Pathol,‎ 2023;52(3):13287

[288] (en) Jimenez Rihuete P., N. Villarino, A. Pelisiak and L. M. Rubio-Martinez, « Concentration of dipotassium ethylenediaminetetraacetic acid but not lithium heparin affects total protein determination in equine synovial fluid », Vet Record,‎ 2020;187(8):e62

[289] (en) Bienzle, D., « Cerebrospinal fluid analysis--new life for an old test? », Vet Clin Pathol,‎ 2006;35(1):p. 6-7

[290] (en) Fry, M. M., W. Vernau, P. H. Kass and K. M. Vernau, « Effects of time, initial composition, and stabilizing agents on the results of canine cerebrospinal fluid analysis », Vet Clin Pathol,‎ 2006;35(1): 72-77

[291] (en) Brune, J. E., A. V. Chen and T. Coffey, « Determination of the effect of iatrogenic blood contamination on lactate dehydrogenase and creatine kinase activity in canine cerebrospinal fluid », Vet Clin Pathol,‎ 2023;52(1):p. 64-70

[292] (en) Welles, E. G., J. W. Tyler, D. C. Sorjonen and E. M. Whatley, « Composition and analysis of cerebrospinal fluid in clinically normal adult cattle. », Am J Vet Res,‎ 1992;53(11):p. 2050-2057

[293] (en) Mingramm, F. M. J., T. Keeley, D. J. Whitworth and R. A. Dunlop, « Blubber cortisol levels in humpback whales (Megaptera novaeangliae): A measure of physiological stress without effects from sampling », Gen Comp Endocrinol,‎ 2020;291:113436

[294] (en) Thompson L.A., T. R. Spoon, C. E. Goertz, R. C. Hobbs and T. A. Romano, « Blow collection as a non-invasive method for measuring cortisol in the beluga (Delphinapterus leucas) », PLoS One,‎ 2014;9(12): e114062

[295] (en) Cates, K. A., S. Atkinson, A. A. Pack, J. M. Straley, C. M. Gabriele and S. Yin, « Corticosterone in central North Pacific male humpback whales (Megaptera novaeangliae): Pairing sighting histories with endocrine markers to assess stress. », Gen Comp Endocrinol,‎ 2020;296:113540

[296] (en) Pallin, L. J., N. Botero-Acosta, D. Steel, C. S. Baker, C. Casey, D. P. Costa, J. A. Goldbogen, D. W. Johnston, N. M. Kellar, M. Modest, R. Nichols, D. Roberts, M. Roberts, O. Savenko and A. S. Friedlaender, « Variation in blubber cortisol levels in a recovering humpback whale population inhabiting a rapidly changing environment », Sci Rep,‎ 2022:12(1):20250

[1]

[2]

[3]

[4]

[5]

[6]

[7]

[8]

[9]

[10]

[11]

[12]

[13]

[14]

[15]

[16]

[17]

[18]

[19]

[20]

[21]

[22]

[23]

[24]

[25]

[26]

[27]

[28]

[29]

[30]

[31]

[32]

[33]

[34]

[35]

[36]

[37]

[38]

[39]

[40]

[41]

[42]

[43]

[44]

[45]

[46]

[47]

[48]

[49]

[50]

[51]

[52]

[53]

[54]

[55]

[56]

[57]

[58]

[59]

[60]

[61]

[62]

[63]

[64]

[65]

[66]

[67]

[68]

[69]

[70]

[71]

[72]

[73]

[74]

[75]

[76]

[77]

[78]

[79]

[80]

[81]

[82]

[83]

[84]

[85]

[86]

[87]

[88]

[89]

[90]

[91]

[92]

[93]

[94]

[95]

[96]

[97]

[98]

[99]

[100]